Паровой метод стерилизации (автоклавирование)

Впервые стерилизация паром под повышенным давлением в автоклаве осуществлена в 1884 году Л.Л. Гендейрейхом.

При этом способе стерилизации действующим агентом является горячий пар. В автоклаве возможно нагревание воды под повышенным давлением, что приводит к по-вышению точки кипения воды и соответственно пара до 132 0 С (при давлении 2 атм.).

Паровым методом стерилизуют общие хирургические и специальные инструменты, детали приборов и аппаратов из коррозионно-стойких металлов, стекла, шприцы с пометкой 200 0 С, хирургическое белье, перевязочный и шовный материал, изделия из резин (перчатки, трубки, катетеры, зонды и т.д.), латекса, отдельных видов пластмасс.

Режимы стерилизации некоторых медицинских инструментов

Материал для стерилизации помещают в специальные биксы Шиммельбуша, пергамент, бумагу мешочную, упаковочную, крепированную, стерилизационные коробки с фильтром.

Одним из основных условий проведения качественной стерилизации является загрузка автоклава в точном соответствии с рекомендациями производителя. Это означает правильное расположение и количество загружаемых предметов. Водяной пар должен свободно циркулировать, а конденсат своевременно выводиться. При загрузке автоклава обращают внимание на то, чтобы тяжелые инструменты располагались на нижних поддонах, а легкие – на верхних.

Изделия загружают в таком количестве, которое допускает свободную подачу воздуха к стерилизуемым изделиям. Не допускается перекрывать продувочные окна и решетки вентиляции. Загрузку и выгрузку изделий проводят при температуре не выше 40-50°С.

Срок хранения простерилизованных изделий: в биксах без фильтра, в двойной мягкой упаковке – 3 суток; в пергаменте, бумаге мешочной непропитанной, мешочной влагопрочной, бумаге упаковочной высокопрочной, бумаге крепированной, стерилизационной коробке с фильтром – 20 суток.

Воздушный метод стерилизации

При воздушном методе стерилизации стерилизующим средством является сухой горячий воздух температурой 160 0 С и 180 0 С; стерилизацию осуществляют в суховоздушных стерилизаторах.

Воздушным методом стерилизуют хирургические, гинекологические, стоматологические инструменты, детали приборов и аппаратов, в том числе изготовленные из коррозионно-нестойких металлов, шприцы с пометкой 200 0 С, инъекционные иглы, изделия из силиконовой резины.

Перед стерилизацией воздушным методом изделия после предстерилизационной очистки обязательно высушивают в сушильном шкафу при температуре 85 °C до исчезновения видимой влаги.

Качество стерилизации воздушным методом зависит от равномерности распределения горячего воздуха в стерилизационной камере, что достигается правильной загрузкой стерилизатора. Изделия загружают в таком количестве, которое допускает свободную подачу воздуха к стерилизуемому изделию.

Изделия стерилизуют завернутыми в стерилизационные упаковочные материалы. Шприцы стерилизуют в разобранном виде.

Во время стерилизации металлических инструментов без упаковки их располагают так, чтобы они не касались друг друга.

Стерилизация в среде нагретых стеклянных шариков (гласперленовая)

В стерилизаторах, стерилизующим средством в которых является среда нагретых стеклянных шариков (гласперленовые шариковые стерилизаторы), стерилизуют изделия, применяемые в стоматологии (боры зубные, головки алмазные, дрильборы, а также рабочие части гладилок, экскаваторов, зондов и др.). При стерилизации стеклянные шарики нагреваются до температуры 190-240 0 С. Стерилизация проводится в течение 5 - 15 секунд.

Недостатком метода является возможность стерилизации только мелких инструментов. У более крупных инструментов для такой обработки доступна только рабочая часть. А полная их стерилизация даже при увеличении экспозиции не удается. Проблемы возникают и со средствами контроля работы этих стерилизаторов.

Инфракрасная стерилизация

Существуют стерилизаторы, в которых используется метод, основанный на применении кратковременного импульсного инфракрасного излучения, создающего в рабочей камере температуру 200±3 0 С. Время инфракрасной стерилизации инструментария в неупакованном виде составляет от 10 до 25 минут. Недостатками данного метода стерилизации являются отсутствие упаковки инструментов, повреждающее воздействие на полимерные материалы и резину, отсутствие контролирующих индикаторов.

Лучевая стерилизация .

Используют гамма и бета - частицы и относительно тяжелые нейтроны, протоны и т. д. Разница вызываемых ими биологических изменений почти незаметна. Радиоактивное излучение, проходя через среду, вызывает ионизацию последней, в связи с чем его называют ионизирующим излучением. Бактерицидный эффект ионизирующего излучения обусловлен воздействием на метаболические процессы бактериальной клетки. Наибольшее применение получила стерилизация гамма-лучами. Используются изотопы Co 60 и Cs 138 . Доза проникающей радиации значительна и составляет 2-2,5 Мрад. В связи с этим лучевая стерилизация в стационарах не производится и применяется в промышленных условиях.

Метод применяется для стерилизации одноразовых инструментов (шприцы, шовный материал, катетеры, зонды, системы для переливания крови, перчатки и др.). При сохранении целостности упаковки стерильные свойства предметов сохраняются в течение 5 лет.

Ультразвуковая стерилизация

Механические колебания с частотой от 2х10 4 до 2х10 8 колебаний в 1 секунду не воспринимаются ухом человека и называются ультразвуком. Для искусственного получения ультразвука служат специальные приборы. Источником ультразвука являются кристаллы кварца, турмалина, обладающие пьезоэлектрическими свойствами. Пьезоэлектрический эффект обусловлен явлением электрической поляризации кристаллов.

При воздействии на ткани ультразвуковой волны происходит образование микроскопических полостей, которые быстро закрываются под воздействием последующего сжатия. Такое явление называется кавитацией. Ультразвуковая кавитация приводит к образованию свободных радикалов, диссоциации молекул воды на ионы Н + и ОН - , что приводит к нарушению окислительно-восстановительных процессов в микробной клетке.

Ультразвуковые волны используются для стерилизации инструментов, подготовки рук медицинского персонала к операции. Для этого руки (инструменты) погружают в специальную ванну с дезинфицирующим раствором, через который пропускают ультразвуковые волны.

Стерилизация растворами химических средств

Стерилизация изделий растворами химических средств является вспомогательным методом, поскольку изделия нельзя простерилизовать в упаковке, а по окончании стерилизации их необходимо промыть стерильной жидкостью (питьевая вода, 0,9 % раствор натрия хлорида), что при нарушении правил асептики может привести к вторичному обсеменению простерилизованных изделий микроорганизмами.

Данный метод следует применять для стерилизации изделий, в конструкцию которых входят термолабильные материалы, то есть в тех случаях, когда особенности материалов изделий не позволяют использовать другие официально рекомендуемые методы стерилизации.

Для стерилизации растворами химических средств используют такие средства, как первомур, перекись водорода, дезоксон - 1, 4, стераниос 20%, сайдекс, лизоформин-3000, глютарал и др.

При стерилизации растворами химических средств используют стерильные емкости из стекла, металлов, термостойких пластмасс, выдерживающих стерилизацию паровым методом, или покрытые эмалью (эмаль без повреждений).

Температура растворов, за исключением специальных режимов применения перекиси водорода и средства Лизоформин 3000, должна составлять не менее 20 0 С для альдегидсодержащих средств и не менее 18 0 С – для остальных средств.

Стерилизацию проводят при полном погружении изделий в раствор, свободно их раскладывая. При большой длине изделия его укладывают по спирали. Разъемные изделия стерилизуют в разобранном виде. Каналы и полости заполняют раствором.

После стерилизации все манипуляции проводят, строго соблюдая правила асептики. Изделия извлекают из раствора с помощью стерильных пинцетов (корнцангов), удаляют раствор из каналов и полостей, а затем промывают в стерильной жидкости, налитой в стерильные емкости, согласно рекомендациям методического документа по применению конкретного средства. При каждом переносе из одной емкости в другую освобождение каналов и полостей и их заполнение свежей жидкостью осуществляют с помощью стерильного шприца, пипетки или иного приспособления.

Промытые стерильные изделия после удаления остатков жидкости из каналов и полостей используют сразу по назначению или помешают (с помощью стерильных пинцетов, корнцангов) на хранение в стерильную стерилизационную коробку, выложенную стерильной простыней, на срок не более 3 суток.

Газовая стерилизация

Для газового метода стерилизации используют смесь ОБ (смесь окиси этилена и бромистого метила в весовом соотношении 1:2,5 соответственно), окись этилена, пары раствора формальдегида в этиловом спирте , а также озон (табл. 4) .

Стерилизацию смесью ОБ и окисью этилена проводят при комнатной температуре (не менее 18 0 С), при температуре 35 0 С и 55 0 С, парами раствора формальдегида в этиловом спирте при температуре 80 0 С.

Безопасная больничная среда

Стерилизация. Виды и методы стерилизации

Студент должен знать:

условия дезинфекции и стерилизации;

способы и этапы предстерилизационной очистки (обработки);

методы контроля качества предстерилизационной очистки и стерилизации;

методы и режимы стерилизации;

сроки годности стерильных объектов.

Студент должен уметь:

определять стерильность объекта по сроку годности и по индикаторам;

проводить деконтаминацию инструментов;

упаковывать шприцы и иглы в крафт-бумагу;

упаковывать шприцы и иглы в мягкую бязевую упаковку;

работать с острыми предметами;

оказать себе помощь в случае попадания биологической жидкости на кожу и слизистые оболочки п при травмировании использованными предметами;

обращаться со стерильным биксом.

Вопросы для самоподготовки

Деконтаминация медицинских инструментов.

Что такое стерилизация?

Какой документ лежит в основе стерилизации и дезинфекции?

Методы и режимы стерилизации.

Режим стерилизации в автоклаве резиновых изделий.

Режим стерилизации в автоклаве металлических изделий.

Методы проверки качества стерилизации.

Правила пользования стерильным биксом.

Меры профилактики заражения ВИЧ-инфекцией и гепатитом в ЛПУ.

Стерилизация - уничтожение всех микроорганизмов и их вегетативных форм, например, спор (обеспложивание ) - обеспечивает гибель в стерилизуемом материале вегетативных и споровых форм патогенных и непатогенных микроорганизмов. Стерилизации должны подвергаться все предметы или отдельные детали диагностической аппаратуры, которые соприкасаются с раной, кровью и другой биологической жидкостью. А также инъекционными приборами, с поврежденными слизистыми оболочками и др. Стерилизация - является важнейшим звеном в комплексе неспецифической профилактики ВБИ (внутрибольничной инфекции), фактором передачи возбудителей которых, служат нестерильные изделия медицинского назначения, но во всех случаях, стерилизация является последним барьером, защищающим пациента от таких инфекций .

Стерилизация медицинского оборудования – процедура санитарно-гигиенической обработки изделий, представляющих эпидемиологическую опасность и способных стать источником распространения инфекционных заболеваний.

Большинство медицинских инструментов непосредственно взаимодействуют с физиологическими жидкостями и тканями организма человека. Во избежание заражения и микробного обмена контактирующих сред проводят стерилизацию – обязательную в медицине процедуру, направленную на поддержание здоровой и безопасной атмосферы в учреждениях медицинского профиля.

В настоящее время разработано несколько способов обработки медицинских изделий с применением различных видов стерилизационного оборудования. Выделяют физические и химические методы стерилизации. В основу заложена паровая, воздушная, инфракрасная или гласперленовая технологии. Соответственно, обработка инструмента производится с помощью водяного насыщенного пара, сухого горячего воздуха, инфракрасного излучения или сильно разогретых стеклянных шариков.

Виды стерилизации : 1. централизованная и 2. децентрализованная.

Централизованная стерилизация – Весь материал для стерилизации после дезинфекции поступает в центральное стерилизационное отделение (ЦСО), где и проводится предстерилизационная обработка (ПСО) и стерилизация, специально обученным медперсоналом.

Децентрализованная стерилизация – Весь материал, требуемый стерилизации, дезинфицируют, проводят предстерилизационную обработку (ПСО), затем стерилизуют на местах (например, в частных стоматологических кабинетах).

У нас в стране введен отраслевой стандарт «Стерилизация и дезинфекция изделий медицинского назначения» (ОСТ 42 - 21 - 2 - 85) . Этим стандартом установлены методы, средства и режимы стерилизации и дезинфекции.

1. Термическая (физическая) стерилизация:

Наибольшее распространение в российских ЛПУ получила классическая стерилизация медицинского оборудования горячим паром или воздухом. Это обусловлено удобством термической технологии: инструмент может обрабатываться в упаковке, после завершения процедуры на его поверхности не остается остатков химических препаратов. Новые модели термических стерилизаторов отличаются поддержанием стабильных температурных параметров и высокой скоростью работы.

К стерилизационному оборудованию сегодня предъявляются высокие требования. К ним относятся: высокая активность и эффективность; безвредность для людей и окружающей среды; совместимость с материалами, используемыми в медицинской промышленности; широкий диапазон настроек и режимов; возможность точной дозировки и контроля над процессом; удобство эксплуатации.

Несколько режимов стерилизационной обработки позволяют поддерживать требуемые параметры в рабочей камере в течение всего сеанса обработки. Новейшая является полностью автоматизированной, оснащается звуковой сигнализацией, визуальными индикаторами, системой самонаблюдения, самотестирования и самоблокировки.

Производители медицинского стерилизационного оборудования постоянно работают над поиском технологий, позволяющих осуществлять стерилизацию в максимально быстром и безопасном режиме. Разрабатываются новые химические средства, дающие возможность осуществлять бережную обработку технически сложных инструментов, выполненных из разнородных материалов. Одновременно совершенствуется автоматика стерилизующих установок: расширяются возможности индикации процессов, повышается надежность внешнего и внутреннего контроля.

Эталонная стерилизующая техника должна обеспечивать полноценную обработку изделий любой конструкции, выполненных из любых материалов при минимальных затратах времени, быть полностью управляемой, экономичной и экологически безопасной, поддерживать обработку упакованного инструмента и не оставлять на обрабатываемой поверхности остатков стерилизующих препаратов.

Качество стерилизации медицинского оборудования зависит как от полезных характеристик применяемого оборудования и химических составов, так и от добросовестности и ответственности медицинского персонала. Каждому из этих факторов необходимо уделять внимание: оборудование должно обновляться, персонал – проходить стажировки и обучаться работе с новыми установками. Всё стерилизационное оборудование должно подвергаться профилактическому ремонту и периодическому контролю его состояния и функциональности.

Неадекватная стерилизация медицинского оборудования чревата серьёзными последствиями: вспышками внутрибольничных инфекций, операционными осложнениями, высоким риском для здоровья медперсонала и пациентов. Поэтому к вопросу закупки стерилизационного оборудования следует подходить со всей ответственностью, отдавая предпочтение надежной и качественной продукции известных фирм-производителей.

Стерилизация воздушным методом

(сухим жаром)

Режимы стерилизации

Применение

срок сохранения стерильности

Применяемое оборудование

основной

180°С - 60 минут

щадящий

160°С - 150 минут

Изделия из металла, термостойкого стекла

Изделия из металла, стекла и силиконовой резины

Сухие изделия в разобранном виде упаковывают в крафт-бумагу, мешочную влагопрочную бумагу, бумагу для упаковки продукции на автоматах марки - Е, бумагу марки ОКМВ-120, бумагу двухслойную крепированную или без упаковки (в открытых ёмкостях) - открытый способ

В бумажной упаковке могут храниться - 3 суток, изделия, простерилизованные открытым способом, хранению не подлежат, они должны быть использованы сразу же после стерилизации

Воздушный стерилизатор

(сухожаровой шкаф)

Стерилизация паровым методом

(автоклавирование)

Режимы стерилизации

Применение

Условия проведения стерилизации

Срок сохранения стерильности

Применяемое оборудование

основной

132°С - 2,0 атм. - 20 минут

щадящий

120°С - 1,1 атм. - 45 минут

Изделия из коррозионностойкого металла, стекла, изделий из текстильных материалов, резины,

латекса и отдельных полимерных материалов (полимер высокой прочности, ПВХ, пластика).

Изделия из резины, латекса и полимерных материалов

Стерилизацию проводят в стерилизационных коробках (биксах) без фильтров и с фильтрами; в двойной мягкой упаковке из бязи, пергамента, мешочной влагопрочной бумаги, бумаги для упаковки продукции на автоматах марки Е, бумаги марки ОКМВ-120, бумаги двухслойной крепированной

Изделия, простерилизованные в биксах без фильтров, в упаковке из 2-слойной бязи - 3-е суток; в пергаменте или мешочной влагопрочной бумаги, бумаги двухслойной крепированной, в стерилизационных коробках с фильтром - могут храниться 20 дней.

Паровой стерилизатор

(автоклав)

Стерилизация в среде нагретых шариков

(гласперленовый метод)

В стерилизаторах, стерилизующим средством в которых является среда нагретых стеклянных шариков (гласперленовые шариковые стерилизаторы), стерилизуют изделия, применяемые в стоматологии (боры зубные, головки алмазные и др.). Изделия стерилизуют в неупакованном виде и используют сразу же. Ясно, что этот метод применим при децентрализованной стерилизации

Разработана также стерилизация ультразвуком и электротоками разной частоты, которая ещё не приобрела практического значения для деятельности лечебных учреждений.

Особенности плазменной стерилизации

Пла́зма (от греч. πλάσμα «вылепленное», «оформленное») - частично или полностью ионизированный газ, в котором плотности положительных и отрицательных зарядов практически одинаковы. Образуется из нейтральных атомов (или молекул) и заряженных частиц (ионов и электронов).

Около 30% инструментов, деталей оборудования и вспомогательных приспособлений в современных медицинских учреждениях являются термолабильными и неустойчивыми к воздействию агрессивных химических препаратов. К ним относятся электронные и оптоволоконные инструменты, изделия из полимерных материалов, датчики мониторов, зонды и катетеры и другие устройства.

Неустойчивость медицинских изделий к высокой температуре не позволяет стерилизовать их в сухожаровых шкафах и автоклавах. Химические способы также не подходят для стерилизации инструментов указанного типа. Поэтому клиники нуждаются в эффективных технологиях обработки оборудования, позволяющих уничтожить все формы микроорганизмов, не повреждая его.

Пероксидно - плазменная стерилизация

Пероксидно-плазменная стерилизация - это воздействие на инструменты плазмой перекиси (пероксида) водорода, образующейся при низких температурах под влиянием электромагнитного поля.

Обработка медицинских изделий производится при температуре 35-50°C, что обеспечивает сохранность термолабильного оборудования. Катион водорода и гидроксид-ион, являющиеся основными активными элементами плазмы перекиси водорода, не разрушают металлы, полимеры, стекло и другие материалы, из которых изготавливаются медицинские приборы и инструменты.

Губительное воздействие плазмы на все формы микроорганизмов обеспечивается высокой окислительной способностью гидроксид-иона и катиона водорода, а также молекул перекиси водорода. Плазменная стерилизация позволяет уничтожить как вегетативные формы бактерий, так и их споры, а также вирусы. Данный метод эффективен в отношении устойчивых во внешней среде микроорганизмов, к которым относятся вирус гепатита B, микобактерии туберкулеза, синегнойная палочка и другие патогенные и условно-патогенные микробы.

Процесс обработки инструментов в плазменном стерилизаторе

В первую очередь инструменты должны пройти предстерилизационную обработку, к которой относятся и механическая очистка с использованием моющих средств. Далее оборудование и приспособления должны высохнуть, после чего их необходимо упаковать в специальные полиэтиленовые пакеты, имеющие индикаторы эффективности стерилизации.

Затем оборудование помещается в плазменный стерилизатор. Этот прибор работает в автоматическом режиме, поэтому процесс стерилизации не требует контроля со стороны медицинского персонала.

Время стерилизации зависит от выбранного режима и концентрации используемого раствора перекиси водорода. Стерилизатор PS-100 обеспечивает эффективную обработку инструментов в течение 50 минут при использовании 60%-ного пероксида водорода.

Преимущества плазменной стерилизации

Экономичность, безопасность и высокая эффективность относятся к преимуществам плазменной стерилизации.

Экономичность

Стерилизатор PS-100 расходует 2,5 мл 60%-ного раствора перекиси водорода за один цикл обработки изделий. Это уменьшает расход химических средств стерилизации медицинским учреждением.

Сокращение времени обработки инструментов снижает расход электроэнергии. Кроме этого, плазменный стерилизатор PS-100 имеет небольшие физические размеры, что сокращает необходимую для его установки площадь.

Плазменный метод является щадящим по отношению к стерилизуемым инструментам и оборудованию. Это позволяет увеличить количество циклов использования и стерилизации дорогостоящих медицинских устройств.

Безопасность

В процессе плазменной стерилизации не образуются опасные для человека и окружающей среды отходы. Поэтому PS-100 можно эксплуатировать в помещениях, не имеющих специальных вентиляционных систем.

Стерилизация происходит в условиях низкой температуры и нормального атмосферного давления, что уменьшает вероятность травмирования персонала даже при нарушении техники безопасности.

Эффективность

Плазменный метод эффективен при обработке различных медицинских изделий, которые не поддаются другим видам стерилизации из-за угрозы выхода из строя. При этом надежность стерилизации контролируется с помощью индикаторов.

В плазменном стерилизаторе оборудование обрабатывается в специальных пакетах, что позволяет сохранять его стерильность до очередного использования без проведения повторной обработки.

2 . Химическая стерилизация:

основаны на газовой (воздействие окисью этилена), плазменной (обработка парами перекиси водорода в низкотемпературной плазменной среде), жидкостной (обработка химическими растворами – альдегид-, кислород- содержащими) технологиях. Химические стерилизующие составы обязаны обладать высоким бактерицидным действием (в том числе в отношении устойчивых бактерий и микробов), хорошей проникающей способностью и токсикологической безопасностью. Поводом к развитию химической стерилизации послужило распространение эндоскопических приборов, некоторые рабочие части которых не выдерживают высоких температур, применяемых в физических стерилизующих установках.

Стерилизующий агент

Режимы стерилизации

Применение

Условия

Раствор перекиси водорода - 6%

Дезоксон - 1 - 1%

(по надуксусной кислоте)

Первомур - 4,8%

Бианол - 20%

Лизоформин - 3000 - 8%

Глутарал без разведения

Сайдекс без разведения

Гигасепт фф - 10%

1). 18° - 360 минут

2). 50° - 180 минут

Не менее 18° - 45 минут

Не менее 18° - 15 минут

21° - 600 минут

40° - 60 минут

21° - 240 минут

21° - 600 минут

21° - 240 минут

21° - 600 минут

21° - 600 минут

Изделия из полимерных материалов (резины, пластмассы), стекла, коррозионностойких металлов

Лигатурный материал (нити хирургические, шнуры хирургические полиэфирные)

Изделия из полимерных материалов (резины, пластмассы), стекла, металлов, в т. ч. эндоскопы и инструменты к ним.

Инструменты из металла

Изделия из полимерных материалов (резины, пластмассы), стекла, металлов, в т. ч. эндоскопы и инструменты к ним.

Инструменты из металла

Изделия из полимерных материалов (резины, пластмассы), стекла, металлов, в т. ч. эндоскопы и инструменты к ним.

Изделия из полимерных материалов (резины, пластмассы), стекла, металлов, в т. ч. эндоскопы и инструменты к ним.

Использовать ёмкости полимерные или эмалированные (без повреждений), или из темного стекла с плотно закрывающимися крышками.

Изделия должны полностью быть покрыты раствором (на глубине не менее 1см от поверхности раствора), в разобранном виде, все полости заполнены раствором. После стерилизации изделия промываются стерильной водой.

Стерилизация газом

Газовая стерилизация применяется для эндоскопических инструментов, принадлежностей для анестезии и реанимации, изделий из пластических масс. Для этих целей применяют пары формалина, оксид этилена в смеси с бромидом метила. Для стерилизации используются автоматические газовые камеры. Медицинские изделия упаковывают в полиэтиленовую плёнку, в пергаментную бумагу, в бумажные пакеты. Газовым методом следует стерилизовать лишь те объекты, которые не выдерживают стерилизацию в автоклаве и в сухожаровом шкафу. В промышленном масштабе стерилизуют изделия для однократного применения (шприцы, иглы, полимерные катетеры, зонды и т. д.). Срок стерильности устанавливает завод (до 5 лет, в зависимости от упаковки). Способ стерилизации озоном , применяется при децентрализованной стерилизации

3. Радиационная (лучевая) стерилизация

Лучевая стерилизация применяется на предприятиях медицинской промышленности, выпускающих изделия одноразового пользования. Стерилизующим агентом служат радиационные лучи - Υ и β. Доза облучения не должна бать менее 2,5 Мрад (25000 Гр). Эта доза, обладая достаточным бактерицидным действием, не вызывает наведенной радиации, что особенно важно при стерилизации. Срок стерильности до 5 лет (в зависимости от упаковки).

Радиационная стерилизация имеет ряд преимуществ. Прежде всего, она позволяет обеспложивать предметы из термолабильных (не переносящих высокой температуры) материалов, которые всё чаще и чаще применяются в клинической практике (эндопротезы, шовный материал, лекарственные растворы, шприцы, катетеры и др.). Стерилизацию можно проводить в герметичной упаковке.

Контроль качества стерилизации

Проверку температурного режима осуществляют с помощью максимальных ртутных термометров , которые помещают в контрольные точки стерилизаторов.

Для контроля температуры используют также химические индикаторы (индикаторы типа ИС, химические тесты) , которые помещают в контрольные точки. Индикаторы типа ИС представляют собой полоску бумаги с нанесенным на неё индикаторным слоем и предназначены для оперативного визуального контроля совокупности параметров (температура и время) режимов работы паровых и воздушных стерилизаторов. Для проверки качества стерилизации в автоклавах используют -индикаторы - ИС - 120 (НПФ «Винар» и НПФ «АНВ») для щадящего режима и индикаторы - ИС - 132 (НПФ «Винар» и НПФ «АНВ») для основного режима. Для проверки качества стерилизации в сухожаровых шкафах используют индикаторы - ИС - 160 (НПФ «Винар» и НПФ «АНВ») для щадящего режима и индикаторы - ИС - 180 (НПФ «Винар» и НПФ «АНВ») для основного режима.

Бактериологический контроль работы стерилизационной аппаратуры осуществляют с помощью биотестов на основании гибели спор термоустойчивых организмов. Биотесты представляют собой дозированное количество спор тест-культуры Bacillus stearotemophilus ВКМ В-718. Эти биотесты применяются в автоклавах. В сухожаровых шкафах применяют биотесты с культурой Bacillus licheniformis шт. G ВКМ В-1711 D .

Биотест упаковывают (для предупреждения вторичного обсеменения после стерилизации). Упакованные тесты помещают в контрольные точки стерилизаторов и стерилизуют. Поле стерилизации биотесты направляются в бактериологическую лабораторию, где с них делается посев на питательную среду.

Основанием для заключения об эффективности работы стерилизационной аппаратуры является отсутствие роста тест-культуры всех биотестов в сочетании с удовлетворительными результатами. Физического контроля (термовременные индикаторы (стелетесты и стелеконты) и т. д.).

Химические методы контроля с помощью химических веществ (мочевина, бензойная кислота, тиомочевина, аскорбиновая кислота и др.) уже устарели и их сейчас не используют.

Кроме того, в ЛПУ проводится плановый контроль службой СЭН 2 раза в год и бактериологической лабораторией ЛПУ - 1 раз в месяц, а контроль стерильности инструментария, перевязочного материала, операционного поля, рук хирурга и медсестры - 1 раз в неделю.

Правила пользования стерильным биксом

Транспортировать стерильные биксы в непромокаемых мешках.

Если транспортировка проводилась без мешка, то перед использованием бикс следует обработать снаружи 1% раствором хлорамина, проверить окошки, которые должны бать закрыты.

Вымыть руки (гигиенический уровень).

Отметить дату вскрытия на бирке.

Вскрыть бикс, проверить тест на стерильность.

Держать крышку открытой не более 30 секунд.

Не держать крышку за внутреннюю сторону.

Заправлять пелёнку, в которую завернут стерильный материал в бикс или, если будет использован сразу весь материал, то заправлять не обязательно.

доставать из бикса стерильный материал только длинными инструментами (корнцангом или длинным пинцетом).

После вскрытия бикса он считается стерильным в течение рабочей смены.

Если бикс случайно «запачкан», то надо открыть окошки бикса (если бикс старый) и зачеркнуть на бирке дату стерилизации и на новых и на старых. Нестерильный бикс поставить отдельно от стерильных биксов.

Домашнее задание:

Лекции.

С.А.Мухина, И.И.Тарновская. Практическое руководство к предмету «Основы сестринского дела», стр. 51 - 56.

Учебно-методическое пособие по основам сестринского дела, стр. 264 - 273.

Из интернета:

Биологические методы контроля

Использование бактериологических культур для подтверждения надежности стерилизаиионных мероприятий называют бактериологическим контролем.

Биологический индикатор (БИ) - устройство, содержащее определенное количество жизнеспособных микроорганизмов, обладающих высокой резистентностью к инактивации в стерилизационном процессе. Резистентность биоиндикатора, предназначенного для конкретного метода стерилизации, должна быть охарактеризована количественно. Например, характеристиками индикатора для стерилизации паром должны быть величины D 10 и Z; первая означает время, в течение которого при определенной температуре микробная популяция уменьшается в 10 раз, вторая - увеличение (уменьшение) температуры (o С), при которой величина D 10 уменьшается (увеличивается) в 10 раз. Простота интерпретации результата - если погибла более многочисленная популяция более резистентного тест-организма в БИ, то должна погибнуть и остальная микрофлора в данном стерилизационном цикле, делает биоиндикаторы весьма привлекательными при организации надежной стерилизации.

В зависимости от дизайна индикаторы могут быть раздельными, в которых микробная тест-культура после стерилизационного цикла переносится в стерильную питательную среду для последующего инкубирования, и автономными, в которых тест-культура, нанесенная на инертный носитель, и питательная среда (в отдельной ампуле) помещены в одну упаковку и стерилизуются вместе. После стерилизации ампула со средой разрушается, и индикатор инкубируется. Биологические индикаторы раздельного типа рекомендуется применять в случае невозможности размещения автономных индикаторов в (на) стерилизуемом изделии, при оценке надежности стерилизации отдельных частей стерилизуемого изделия, определения наиболее труднодоступных для стерилизации мест. Существенным недостатком биоиндикаторов раздельного типа является необходимость создания асептических условий для переноса тест-организма после стерилизации в питательную среду, чтобы избежать контаминации индикатора. Причем риск получения ложного результата всегда остается. Автономные биоиндикаторы лишены этого недостатка. Но у них имеется свой, связанный с возможностью уменьшения чувствительности питательной среды при температурной (паровая, воздушная) стерилизации. Наличие микробного роста в биоиндикаторе может определяться после инкубирования по увеличению мутности микробной суспензии, по изменению окраски рН-индикатора или то и другое одновременно.

В последние годы разработаны индикаторы, в которых наличие микроорганизмов, сохранивших жизнеспособность после стерилизации, определяется по флуоресценции. Эти индикаторы имеют значительное преимушество, т. к. из-за высокой чувствительности флуоресцентного способа индикации ответ о качестве стерилизации могут давать в течение 1 часа после окончания цикла стерилизации вместо 24-48 часов.

Таким образом, БИ относятся к типу интегрированных многопараметровых индикаторов, в которых все факторы летальности одинаково влияют как на тест-организм в индикаторе, так и контаминирующую микрофлору на стерилизуемом изделии.

При создании БИ выбирается тест-организм, резистентность которого к конкретному стерилизационному процессу превышает резистентность контаминирующей микрофлоры. Кроме того, количество этих микроорганизмов в БИ должно превышать суммарную популяцию на стерилизуемых изделиях. А так как кинетика гибели тест-объекта и контаминанта подчиняется одному закону, то соблюдение требований по резистентности и количеству микроорганизмов в БИ предусматривает большой запас вероятности полной гибели контаминирующей микрофлоры.

Помещенные внутри стерилизуемых изделии БИ могут свидетельствовать и документально подтверждать достижение критических параметров стерилизации непосредственно в изделиях.

Таким образом, в настоящее время существует достаточное количество средств контроля стерилизации для объективного суждения о ее надежности, но отсутствует система их оптимального использования.

Под системой контроля стерилизации подразумевается комплекс методов с указанием объема и периодичности их проведения и описанием порядка действий персонала в различных ситуациях. Системы контроля должны быть адекватны методу стерилизации, типу стерилизатора и его оснащенности штатными контрольно-измерительными устройствами, степени физического и морального износа. Контролю должны подвергаться все критические параметры метода стерилизации.

Персонал, выполняя предусмотренные системой контроля мероприятия, должен получить возможность сделать заключение о соответствии стерильной продукции требуемым нормам. Создание такой системы особенно актуально в странах СНГ, где до настоящего времени эксплуатируется морально и физически устаревшее стерилизационное оборудование.

Химическая, плазменная и др. методы стерилизации

Стерилизация (от лат. sterilis – бесплодный) – уничтожение всех патогенных и непатогенных организмов на любой стадии развития. Поставляемое нашей компанией оборудование для стерилизации позволяет достичь 100% стерильности материала. Ко многим средствам стерилизации устойчивы споры микроорганизмов, поэтому в отношении изделий медицинского назначения стерилизующими считаются средства со спороцидным действием.
Изделия медицинского назначения, которые входят в контакт с физиологическими жидкостями пациента, растворами для инъекций, со стерильными в норме тканями, относятся к разряду критических. Эти изделия несут опасность инфицирования и требуют стерилизации после каждого однократного использования. Кроме медицинских инструментов стерилизацию также проходят перевязочные материалы, спецодежда медработников, резиновые перчатки и т.д.

Основные этапы стерилизации

Современные стерилизационные приборы отличаются небольшим сроком воздействия и высокой степенью автоматизации, то есть участие человека в процессе стерилизации сведено к минимуму. Процесс стерилизации предполагает комплекс подготовительных работ: мытье изделий медицинского назначения, дезинфекция, сушка, комплектация и упаковка. Поэтому продолжительность стерилизации зависит от методов предстерилизационной очистки. Средства такой очистки, кроме высокой эффективности и удобства применения, должны быть также максимально безопасны для человека и окружающей среды.

Методы стерилизации

Для применения в лечебных учреждениях разрешено несколько методов стерилизации. По способу воздействия их можно в целом разделить на физические и химические.

К физическим (термическим) методам относятся паровая стерилизация (автоклавирование водяным паром под давлением), воздушный (обработка сухим горячим воздухом), инфракрасное излучение и гласперленовый (обработка в среде нагретых стеклянных шариков).

Эти методы считаются традиционными. Большинство медицинских учреждений используют высокоэффективный и экономичный метод паровой стерилизации, подходящий для большинства предметов медицинского назначения. Этот метод обеспечивает стерильность не только поверхности изделия, но и всего изделия целиком. В России до сих применяется воздушная стерилизация, хотя в большинстве развитых стран от нее постепенно отказываются. Для такой стерилизации применяются сухожаровые шкафы.

Физические методы стерилизации предполагают использование высокотемпературного режима от 121°С, что не подходит для большинства современных медицинских приборов и сложных инструментов. Это послужило основанием к повсеместному распространению низкотемпературных методов стерилизации.

К химическим (низкотемпературным) методам , применяемым в медицине, относятся газовый, жидкостный и плазменный методы стерилизации. Жидкостная стерилизация проводится при помощи химических растворов. Стерилизация растворами химических веществ считается вспомогательным методом, но имеет два важнейших преимущества: во-первых, это возможность обработки объектов из термочувствительных материалов (инструменты, содержащие пластик, силикон, оптоволоконные, микрооптические, микрохирургические и т.п.); во-вторых, она наиболее дешева по сравнению с другими методами. Среди газовых выделяются этиленоксидный и формальдегидный. Газовую стерилизацию проводят в стационарных установках для стерилизации.

Газовая стерилизация Этиленоксидом
Оксид этилена – одно из самых востребованных веществ в медицинских учреждениях мира. Несомненным достоинством газовой стерилизации этиленоксидом является щадящий температурный режим, позволяющий обрабатывать изделия из пластика, полимерных материалов и оптику. Подготовленные, высушенные и упакованные медицинские изделия помещают в газовую камеру стерилизационного прибора, герметично закрывают, удаляют воздух до определенного уровня давления и подают в камеру газ.

Формальдегид

Формальдегид имеет низкую проникающую способность и больше подходит для качественной дезинфекции, чем для стерилизации. Температура при стерилизации парами формальдегида должна быть не меньше 80°С, что ставит под сомнение определение этого метода как низкотемпературного. Кроме того, некоторые медицинские изделия не могут быть обработаны парами формальдегида (полые инструменты, с каналами и отверстиями).

Оба эти метода имеют недостатки: высокая токсичность агентов и длительная вентиляция стерильных изделий.

Плазменный метод

Плазменный метод позволяет создать биоцидную среду на основе водного раствора пероксида водорода, а также низкотемпературной плазмы. Это самый современный метод стерилизации, известный на сегодняшний день. Он позволяет стерилизовать любые медицинские изделия, от полых инструментов до кабелей, электроприборов и вообще тех изделий, которые чувствительны к высокой температуре и влаге. Однако перевязочный материал, белье, жидкости не подлежат плазменной стерилизации.
Минимальное время обработки в плазменном стерилизаторе – от 35 минут, рабочая температура – 36-60°С. Одно из основных преимуществ этого метода – отсутствие токсичных отходов, образуются только кислород и водный пар. Плазменная стерилизация уничтожает все формы и виды микроорганизмов.

Плазма образуется под воздействием сильного электромагнитного излучения в атмосфере паров перекиси водорода. В вакуумную камеру на специальные стеллажи закладываются медицинские изделия. Под действием электромагнитного поля возникает также ультрафиолетовое излучение.

Плазменные стерилизаторы – перспективное оборудование, но для большинства российских медицинских учреждений слишком дорогостоящее.

Оборудование для стерилизации

Современное оборудование для стерилизации бывает различных типов и видов.
Для термочувствительных медицинских изделий, таких как эндоскопы, катетеры, микрохирургический инструмент и т.д. применяются установки для стерилизации при помощи низкотемпературных методов. Для стерилизации обычных изделий применяются автоклавы или инфракрасные шкафы.

Автоклав

Автоклав представляет собой установку для стерилизации паром под давлением. Он используется как для обеззараживания нечувствительных к температуре и влажности медицинских инструментов, так и для обработки халатов, перчаток, перевязочного материала.

Сухожаровой шкаф

Стерилизация в сухожаровом шкафу происходит при помощи циркуляции внутри него горячего воздуха. Это оборудование используется для термической стерилизации медицинских инструментов. Преимущество сухожаровых шкафов в том, что инструменты при обработке остаются сухими, благодаря чему не создается риск возникновения коррозии.

В настоящее время все большей популярностью пользуются полностью автоматические стерилизационные приборы. Они оснащаются микропроцессором с несколькими программами стерилизации, которые можно при необходимости перепрограммировать под свои нужды.

Оборудование для стерилизации выпускается двух типов: встроенное в стену и свободной установки.

Габариты стерилизационных установок также бывают различны. В настоящее время существуют стерилизаторы с объемом стерилизационных камер от 10 до 100 литров.

Преимущества и недостатки различных методов стерилизации

Метод

Преимущества

Недостатки

Паровая стерилизация

Наиболее распространенный метод стерилизации в стационарах.

Короткая экспозиция.

Не обладает токсичностью.
Низкая стоимость.

Не требует аэрации. Сравнительная дешевизна оборудования и расходных материалов.

Качество стерилизации может быть нарушено при неполном удалении воздуха, повышенной влажности материалов и плохом качестве пара.
Могут повреждаться изделия, чувствительные к действию температуры и влажности.

Воздушная стерилизация

Низкие коррозийные свойства.
Глубокое проникновение в материал.

Безопасен для окружающей среды. Сравнительная дешевизна оборудования и расходных материалов. Не требует аэрации.

Длительная экспозиция.
Очень высокая энергопотребляемость.
Могут повреждаться термочувствительные изделия.

Стерилизация окисью этилена

Проникновение в упаковочные материалы и пластиковые пакеты.

Прост в обращении и контроле.

Требуется время для аэрации.
Маленький размер стерилизационной камеры. Окись этилена токсична, является вероятным канцерогеном, легко воспламеняется. Сравнительная дороговизна оборудования и расходных материалов.

Стерилизация плазмой перекиси водорода

Низкотемпературный режим.

Не требует аэрации.
Безопасен для окружающей среды и персонала.
Конечные продукты нетоксичны.
Прост в обращении, работе и контроле.

Нельзя стерилизовать бумажные изделия, белье и растворы. Сравнительная дороговизна оборудования и расходных материалов.

Стерилизация парами раствора формальдегида

Пожаро- и взрывобезопасен.
Можно использовать для стерилизации большинства медицинских изделий. Сравнительная дешевизна оборудования и расходных материалов.

Необходимость отмывания поверхности от остатков формальдегида.
Обладает токсичностью и аллергенностью.
Длительная экспозиция.
Длительная процедура удаления формальдегида после стерилизации.

Устройство и работа ЦСО

интернет

Все изделия, поступающие в ЦСО, проходят несколько этапов технологической цепочки: прием и разборка, предстерилизационная обработка на различных типах оборудования, либо вручную, контроль качества обработки, комплектование и упаковка, непосредственно стерилизация и выдача (доставка) в клинические отделения.

Планировка ЦСО должна обеспечить достаточный набор производственных помещений для выполнения всех технологических операций. В типовых проектах больниц предусмотрены ЦСО из расчета площадей 0,14 кв.м. на одну койку. В то же время зарубежные проекты предусматривают 0,5 - 0,7 кв. м. на одну койку в зависимости от количества коек и профиля лечебного учреждения. Скорее всего, они правы.

В соответствии с существующими нормативно-методическими документами, ЦСО должно располагать набором помещений, которые разделяются на 2 зоны: нестерильную и стерильную. Это положение нуждается в корректировке. Современное центральное стерилизационное отделение должно иметь 3 зоны: "грязную", "чистую" и "стерильную".

"Грязная" зона - это помещения, в которых находится использованный инструментарий и материалы; представлены комнатой для приема материала в контейнерах из отделений и двумя моечными помещениями - одно для непосредственно инструментов и материалов, а другое - для транспортных тележек, на которых осуществляется перевозка контейнеров по лечебному учреждению. "Грязная" зона сообщается с "чистой" только через моечные автоматы проходного типа и посредством закрывающегося передаточного окна (для передачи инструментов, вымытых, продезинфицированных и высушенных вручную). В состав "грязной" зоны целесообразно включить гардероб для верхней одежды и санузлы общего пользования.

"Чистая" зона - это те помещения, что расположены непосредственно за мойками. Там находятся инструменты и материалы уже чистые, но еще не стерильные. К этим помещениям относятся комнаты упаковки и подготовки к стерилизации инструментов, подготовки и упаковки текстиля, изготовления перевязочных материалов, различные складские помещения и комнаты для персонала, одетого в спецодежду (халаты, головные уборы, специальная обувь). Вход в "чистую" зону осуществляется через санпропускник.

"Стерильная" зона - это, собственно, склад стерильного материала. Он отделен от "чистой" зоны проходными стерилизаторами. Это помещение особой чистоты, куда вход разрешен только через санпропускник, строго ограниченному персоналу, в специальной одежде, к примеру, обязательно в масках.

Предусматриваются также служебные помещения, изолированные от функциональных. Это коридоры, канцелярия, комната персонала, не одетого в спецодежду, комната подготовки воды и др.

Помещения необходимо распланировать таким образом, чтобы потоки грязных, чистых и стерильных материалов и инструментов не пересекались.

- "грязная" зона;

- "чистая" зона;

- "стерильная" зона;

Вспомогательные помещения.

1

- маршрут материалов и инструментов, подлежащих стерилизации - "длинный круг".

2

Маршрут транспортных тележек - "короткий круг".

Типовая схема устройства Центрального стерилизационного отделения ЛПУ.

ОЦЕНКА ЭФФЕКТИВНОСТИ ДЕЙСТВИЯ АНТИСЕПТИКОВ И ДЕЗИНФЕКТАНТОВ. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧУВСТВИТЕЛЬНОСТИ БАКТЕРИЙ К АНТИМИКРОБНЫМ ПРЕПАРАТАМ

Введение. Уничтожение патогенных для человека микробов является одной из важнейших проблем в профилактике и ле­чении различных заболеваний. Для борьбы с микробами ис­пользуют методы асептики, антисептики, дезинфекции и анти­микробной терапии. Каждый метод имеет свои особые цели и условия применения.

Тема 7.1. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ АНТИМИКРОБНОГО ДЕЙСТВИЯ ХИМИЧЕСКИХ И ФИЗИЧЕСКИХ ФАКТОРОВ

Введение. Асептика - система мероприятий, предупрежда­ющих внесение (попадание) микроорганизмов из окружающей среды в ткани или полости человеческого организма при ле­чебных и диагностических манипуляциях, а также в материал для исследования, в питательные среды и культуры микроор­ганизмов при лабораторных исследованиях. Асептика предус­матривает соблюдение особых санитарно-гигиенических пра­вил и приемов работы, а также специальную обработку инстру­ментов, материалов, рук медицинских работников, помещений и т.д. с целью частичного (дезинфекция) или полного (стери­лизация) уничтожения микробов.

Антисептика - комплекс лечебно-профилактических меро­приятий, направленных на уничтожение микроорганизмов, способных вызвать инфекционный процесс, на поврежденных участках кожи и слизистых оболочек, путем обработки микро-бицидными веществами - антисептиками.

Стерилизация - полное уничтожение микроорганизмов, включая вегетативные формы и споры. Существуют 3 основ­ные группы методов стерилизации: физические, механические и химические. Выбор метода, используемого для решения прак­тической задачи, зависит от стерилизуемого объекта.

Дезинфекция - обеззараживание объектов окружающей сре­ды. В отличие от стерилизации дезинфекция приводит к гибели большинства, но не всех форм микробов и, таким образом, обеспечивает только снижение микробной контаминации (за­грязнения), а не полное обеззараживание объекта. Поэтому предметы, подвергшиеся дезинфекции, не являются абсолютно безопасными.

▲ План

▲ Программа

1. Асептика, антисептика и дезинфекция. Антисептики и дезинфектанты.

2. Антимикробное действие физических и химических факторов.

3. Методы стерилизации; аппаратура, используемая для стерилизации.

4. Методы контроля эффективности стерилизации, дей­ствия антисептических и дезинфицирующих веществ.

Демонстрация

1. Аппаратура, используемая при стерилизации: авто­клав, сушильный шкаф, аппаратура для фильтрации и УФ-облучения.

А Задание студентам

1. Учесть результаты опытов, поставленных с бактери­альными тест-объектами для контроля эффективности стерилизации, проведенной путем кипячения и авто-клавирования. Сделать заключение.

2. Определить по готовым посевам антибактериальное действие УФ-лучей на стафилококки и кишечную па­лочку.

3. Учесть результаты опытов, поставленных для опреде­ления антимикробного действия антисептических и дезинфицирующих веществ. Сделать заключение.

Методические указания

Методы стерилизации

I. Физические методы. Воздействие высоких темпе­ратур. Высокая температура обладает микробицидным действи­ем благодаря способности вызывать денатурацию важнейших биополимеров, в первую очередь белков.

Стерилизация сухим жаром в сушильно-стерилизационном шкафу (печи Пастера) основана на бактерицидном действии нагретого до 165-170 °С воздуха в течение 45 мин. При более высокой температуре происходит обугливание ватных пробок, бумаги, в которую завернута посуда, а при более низкой тем­пературе требуется большой срок стерилизации. Сухим жаром стерилизуют стеклянную посуду (чашки Петри, пробирки, пи­петки и др.).

Автоклавирование - стерилизация перегретым водяным паром (при повышенном давлении) в паровом стерилизаторе (автоклаве). Один из наиболее эффективных методов стерили­зации, который широко применяют не только в микробиоло­гической, но и клинической практике. Работа с автоклавом требует точного выполнения специальной инструкции и со­блюдения правил безопасности. Максимальную температуру пара измеряют специальным термометром, который помещают в автоклав вместе со стерилизуемым материалом. В некоторых случаях используют химические вещества с определенной тем­пературой плавления: бензонафтол (ПО °С), бензойную кисло­ту (120 °С). Многие питательные среды, перевязочный матери­ал, белье стерилизуют при давлении 1 атм в течение 15-20 мин, питательные среды с углеводами - при 0,5 атм в течение 15 мин, а обеззараживание инфицированного материала про­изводят при 1,5-2 атм в течение 20-25 мин (табл. 7.1.1).

Таблица 7.1.1. Соотношение между давлением, температурой и про­должительностью стерилизации в паровом стерилизаторе (автоклаве)

0 100 30-60 (дробно) 0,5 111 20-30

1 121 15-20 1,5 127 15-20

Стерилизация текучим паром осуществляется в автоклаве при незавинченной крышке и открытом выпускном кране. Данный способ стерилизации основан на антибактериальном действии пара в отношении вегетативных клеток. Он приме­няется в тех случаях, когда стерилизуемый материал не выдер­живает высокой температуры, например питательные среды с витаминами, углеводами. Для полного обеспложивания приме­няют принцип дробной стерилизации, т.е. стерилизуют мате­риал при 100 "С (или 80-90 °С) в течение 20-30 мин 3 дня подряд. При этом вегетативные клетки погибают, а споры сохраняются и за 1 сут прорастают. Последующее двукратное прогревание обеспечивает достаточно надежную стерильность материала.

Тиндализация - это дробная стерилизация материалов при 56-58 "С в течение 1 ч 5-6 дней подряд. Применяется для стерилизации легко разрушающихся при высокой температуре веществ (сыворотка крови, витамины и др.).

Прокаливание в пламени спиртовки или газовой горелки при-

Меняют ограниченно, например для стерилизации бактериоло­гических петель, препаровальных игл, пинцетов.

Воздействие ионизирующих излучений. Микроби-цидное действие ионизирующих излучений основано на их способности вызывать повреждения в молекуле ДНК. Для сте­рилизации одноразовых медицинских инструментов и бактери­ологического оборудования, чувствительного к термическим воздействиям (пластиковая посуда для культивирования мик­робов и клеточных культур, пластиковые шприцы, системы переливания крови и т.д.), обычно применяют стерилизацию у-излучением.

И. Механические методы. Основаны на фильтровании через специальные мембранные фильтры с малым размером пор, способные механически задерживать микроорганизмы. В лабо­раторной практике широко применяют бумажные и полимер­ные фильтры. Существуют фильтры с порами различных, стро­го откалиброванных размеров, что позволяет гарантированно очищать материал не только от бактерий, но и вирусов, а при необходимости и от некоторых макромолекул. Фильтрование ис­пользуют для стерилизации жидких материалов, не выдержива­ющих нагревания (сыворотка крови, растворы антимикробных препаратов, компоненты питательных сред для бактерий и культур клеток), для получения бактериальных токсинов и других продуктов жизнедеятельности бактерий. Фильтрование является ведущим методом стерилизации воздуха в тех случаях, когда это необходимо. Для этого воздух пропускают через фильтры, пропитанные микробицидными веществами. Такие системы стерилизации применяют, например, в настольных боксах для работы с возбудителями особо опасных инфекций, а также в операционных блоках, родильных отделениях и т.д.

III. Химические методы. Основаны на обработке объекта химическими веществами, обладающими микробицидным дей­ствием и способными при соблюдении определенных режимов воздействия обеспечить полное уничтожение микрофлоры. Хи­мическую стерилизацию обычно применяют для обработки различных приборов и инструментов многоразового использо­вания, чувствительных к высоким температурам (фиброопти-ческие приборы, медицинские имплантаты и др.). К стерилизу­ющим агентам относятся окись этилена, перекись водорода, глю-таровый альдегид, пероксиуксусная кислота, двуокись хлора.

Независимо от метода во всех случаях требуется регулярный контроль эффективности процедуры стерилизации. С этой целью используют биологические индикаторы - известные микроор­ганизмы, наиболее устойчивые к данному способу обработки (например, споры Bacillus stearothermophilus для контроля эф­фективности автоклавирования, Bacillus subtilis - для контроля сухожаровой стерилизации). Существуют также физико-хими­ческие индикаторы - вещества, которые претерпевают види-

мые изменения (изменяют цвет, агрегатное состояние и т.д.) только при соблюдении правильного режима обработки.

Методы дезинфекции

Для дезинфекции применяют физические и химические ме­тоды.

I. Физические методы. Воздействие высоких темпера­
тур.

Кипячение. Шприцы, мелкий хирургический инструмента­рий, предметные и покровные стекла и некоторые другие пред­меты помещают в стерилизаторы, в которые наливают воду. Для устранения жесткости и повышения температуры кипяче­ния к воде добавляют 1-2 % раствор бикарбоната натрия. Кипячение производят не менее 30 мин. При кипячении не­которые вирусы (например, вирус гепатита В) и споры бакте­рий сохраняют жизнеспособность.

Пастеризация основана на антибактериальном действии температуры в отношении вегетативных клеток, но не бакте­риальных спор. Нагревание материала производится при тем­пературе 50-65 "С в течение 5-10 мин с последующим бы­стрым охлаждением. Обычно пастеризуют напитки и пищевые продукты (вино, пиво, соки, молоко и др.).

Воздействие ионизирующих излучений. Ультрафи­олетовое излучение (УФ) с длиной волны 260-300 мкм обладает достаточно выраженным микробицидным действием, однако некоторые виды микробов и споры резистентны к УФ. Поэто­му УФ-облучение не способно обеспечить полного уничтоже­ния микрофлоры - стерилизацию объекта. Обработку УФ обыч­но используют для частичного обеззараживания (дезинфекции) крупных объектов: поверхностей предметов, помещений, воз­духа в медицинских учреждениях, микробиологических лабо­раториях и т.д.

Гамма-излучение обладает выраженным микробицидным дей­ствием на большинство микроорганизмов, включая вегетатив­ные формы бактерий и споры большинства видов, грибы, виру­сы. Применяют для стерилизации пластиковой посуды и меди­цинских инструментов одноразового использования. Следует иметь в виду, что обработка гамма-излучением не обеспечивает уничтожения таких инфекционных агентов, как прионы.

II. Химические методы. Это обработка объекта дезинфектан-
тами - микробицидными химическими веществами. Некото­
рые из этих соединений могут оказывать токсическое действие
на организм человека, поэтому их применяют исключительно
Для обработки внешних объектов. В качестве дезинфектантов
обычно используют перекись водорода, хлорсодержащие со­
единения (0,1-10 % раствор хлорной извести, 0,5-5 % раствор
хлорамина, 0,1-10 % раствор двутретьеосновной соли гипо-

Хлората кальция - ДТСГК), формальдегид, фенолы (3-5 % раствор фенола, лизола или карболовой кислоты), йодофоры. Выбор дезинфицирующего вещества и его концентрации зави­сят от материала, подлежащего дезинфекции. Дезинфекция может быть достаточной процедурой для обеззараживания только таких медицинских инструментов, которые не прони­кают через естественные барьеры организма (ларингоскопы, цистоскопы, системы для искусственной вентиляции легких). Некоторые вещества (борная кислота, мертиолат, глицерин) применяют как консерванты для приготовления лечебных и диагностических сывороток, вакцин и других препаратов.

Методы антисептики

В качестве антисептиков используют только малотоксичные для организма соединения, оказывающие антимикробное дей­ствие. Наиболее часто применяют 70 % этиловый спирт, 5 % раствор йода, 0,1 % раствор КМп0 4 , 0,5-1 % спиртовые рас­творы метиленового синего или бриллиантового зеленого, 0,75-4,0 % раствор хлоргексидина, 1-3 % раствор гексахло-рофена и некоторые другие соединения. Антимикробные ве­щества добавляют также к материалам, используемым при из­готовлении перевязочных средств, лейкопластырей, зубных протезов, пломбировочных материалов и т.п. с целью придания им бактерицидных свойств.

Методы контроля эффективности стерилизации, действия антисептических и дезинфицирующих веществ. Изучение антибактериального действия высоких температур. В пробирки с питательным бульоном поместить шелковые нити, смоченные смесью спорообразующей (3 пробирки) и неспорообразующей (3 пробирки) культур. По одной пробирке с каждой культурой подвергнуть автоклавированию или кипя­чению; контрольные пробирки никакому воздействию не под­вергать. После обработки все посевы выдержать в термостате при 37 °С в течение 24 ч. Отметить результат поставленного опыта и сделать заключение.

Контроль стерильности перевязочного материала и хирургических инструментов. Проводят посев исследуе­мых образцов (или смывов с поверхности крупных инструмен­тов) на три среды: сахарный бульон, тиогликолевую среду и жидкую среду Сабуро. Посевы инкубируют в термостате 14 дней. При отсутствии роста во всех посевах материал считают стерильным.

Изучение антибактериального действия УФ-лучей. Суспензию стафилококка или E.coli в изотоническом растворе хлорида натрия в объеме 1 мл поместить на расстоянии 10-20 см от центра лампы. Облученную и необлученную (контроль) сус­пензии бактерий засеять в питательный бульон и инкубировать

при 37 "С в течение 16-24 ч, после чего оценить результаты: отсутствие помутнения среды связано с гибелью облученной культуры бактерий, в контроле отмечается помутнение, что свидетельствует о наличии роста.

Определение антимикробного действия антисептических и дез­инфицирующих средств. 1. Подготовить два вида тест-объектов: а) шелковые нити, смоченные культурой E.coli; б) шелковые нити, смоченные спорообразующей культурой (с большим со­держанием спор). Нити поместить в растворы фенола (5 %), лизола (5 %), хлорной извести (10 %) на 5 и 60 мин, после чего отмыть от исследуемых веществ, засеять в питательный бульон и поместить в термостат до следующего дня. Контроль­ные пробы действию химических веществ не подвергать. От­метить результат поставленного опыта и сделать заключение.

2. Диски из фильтровальной бумаги смочить растворами исследуемых веществ и поместить на поверхность питательного агара в чашке Петри, засеянной (газоном) тест-культурой ста­филококка или кишечной палочки. Чашку инкубировать в течение суток при 37 °С. Об антибактериальном действии ис­следуемых веществ судят по диаметру зон задержки роста бак­терий, образующихся вокруг дисков.

Тема 7.2. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ ЭФФЕКТИВНОСТИ ДЕЙСТВИЯ АНТИМИКРОБНЫХ ПРЕПАРАТОВ

Введение. Антимикробные препараты (природные и синте­тические антибиотики) используются для лечения заболеваний, вызванных микроорганизмами. Для эффективной терапии необ­ходим подбор препарата, обладающего наибольшей активностью по отношению к данному возбудителю инфекции и оказываю­щего наименьший вред нормальной микрофлоре человека. Ши­рокое распространение бактериальных штаммов, обладающих различной степенью устойчивости ко многим препаратам (поли­резистентностью), делает особенно актуальными качественную (метод дисков) и количественную (метод серийных разведений) оценку чувствительности бактерий к лечебным препаратам.

▲ Программа

1. Спектры действия основных групп антимикробных препаратов.

2. Оценка действия на бактерии антимикробных пре­паратов методом дисков.

3. Определение минимальной ингибирующей концент­рации (МИК) антимикробных препаратов методом се­рийных разведений.

А. Демонстрация

1. Антимикробные препараты различных групп.

2. Стандартные бумажные диски, пропитанные антими­кробными препаратами, для определения чувствитель­ности к ним бактерий.

3. Таблицы и схемы антимикробных спектров важней­ших групп антибиотиков и механизмы их антибакте­риального действия.

Задание студентам

1. Поставить опыт по определению чувствительности стафилококков к различным антибиотикам методом дисков.

2. По результатам поставленного опыта определить ми­нимальную ингибирующую концентрацию пеницил­лина для различных бактериальных культур методом серийных разведений.

Методические указания

Количественное определение чувствительности бактерий к антимикробным препаратам методом серийных разведений.Дан­ный метод применяют для определения минимальной подав­ляющей концентрации (МП К) - наименьшей концентрации антибиотика, полностью подавляющей рост исследуемых бак­терий. Готовят основной раствор антибиотика, содержащий препарат в определенной концентрации (мкг/мл или ЕД/мл) в физиологическом или буферном растворе или в специальном растворителе. Основной раствор используют для приготовле­ния серийных (2-кратных) разведений антибиотика в питатель­ной среде - бульоне (в объеме 1 мл) или агаре. Из исследуемой бактериальной культуры готовят суспензию стандартной плот­ности и засевают по 0,1 мл на среды с разной концентрацией антибиотика, а также на среду без препарата (контроль куль­туры). Посевы инкубируют при 37 "С 20-24 ч или более (для медленно растущих бактерий), после чего отмечают результаты опыта по помутнению питательного бульона или появлению видимого роста бактерий на агаре, сравнивая с контролем. Наименьшая концентрация антибиотика, полностью подав­ляющая рост исследуемой культуры, принимается за МПК.

шую концентрацию препарата, препятствующую развитию ЦПД или накоплению в клетках антигенов возбудителя, принимают за МПК.

Интерпретацию результатов, т.е. оценку клинической чув­ствительности, осуществляют на основании критериев, приве­денных в табл. 7.2.1. К чувствительным относятся штаммы бактерий, рост которых подавляется при концентрациях пре­парата, обнаруживаемых в сыворотке крови пациента при ис­пользовании средних терапевтических доз антибиотиков. К уме­ренно устойчивым относятся штаммы, для подавления роста которых требуются концентрации, создающиеся в сыворотке крови при введении максимальных лечебных доз препарата. Устойчивыми являются микроорганизмы, рост которых не по­давляется препаратом в концентрациях, создаваемых в орга­низме при использовании максимально допустимых доз.

Таблица 7.2.1. Интерпретация результатов определения чувствитель­ности бактерий к антибиотикам методом серийных разведений

Продолжение

промежу­точные (D

Микротест-системы для определения чувствительности к ан­тимикробным препаратам. Микротест-системы предназначены для быстрого определения клинической чувствительности к антибиотикам бактерий определенных видов или родственных групп. Тестируемые препараты в стандартных концентрациях находятся в лунках готовых пластиковых планшетов. Опреде­ляют чувствительность исследуемой культуры к двум концент­рациям каждого антибиотика: средней терапевтической и мак­симальной. Материал из изолированной колонии с помощью мерной бактериологической петли (объем 1 мкл) вносят в 5 мл стандартной питательной среды, содержащей индикатор, и го­товят суспензию. Готовую бактериальную суспензию разлива­ют в лунки планшета по 0,1 мл и инкубируют при оптимальных для данного вида бактерий условиях температуры и газового состава среды. О росте бактерий судят по изменению цвета индикатора, что позволяет существенно сократить сроки ис­следования. Если бактерии сохраняют жизнеспособность в при­сутствии антибиотика, выделение продуктов метаболизма при­водит к изменению цвета индикатора. Отсутствие изменения цвета свидетельствует о полном подавлении жизнедеятельнос­ти микроба. Результаты определяют через 4 ч инкубации с помощью спектрофотометра.

Определение клинической чувствительности бактерий к анти­микробным препаратам методом дисков (диффузионный тест). Метод основан на подавлении роста бактерий на плотной питательной среде под действием антибиотика, содержащегося в бумажном диске. В результате диффузии препарата в агар вокруг диска образуется градиент концентрации антибиотика. Размер зоны подавления роста зависит от чувствительности бактерии и свойств препарата (в частности, скорости диффузии в агаре). Для определения чувствительности в клинической практике применяют готовые стандартные диски со строго определенным содержанием антибиотиков. Содержание пре­парата определяется исходя из терапевтических концентраций каждого антибиотика и средних значений МПК для патоген­ных бактерий. Название препарата и его количество обозначе­но на каждом диске. Для определения чувствительности из исследуемой бактериальной культуры готовят взвесь, содержа­щую стандартное количество жизнеспособных клеток, и засе­вают газоном в чашки Петри (диаметр 100 мм) на среды Мюллера-Хинтон или АГВ (специальные среды, не препятст­вующие диффузии антимикробных веществ и не оказывающие на них негативного воздействия). Диски на засеянную поверх­ность накладывают с помощью аппликатора на расстоянии 2,5 см от центра чашки по кругу (рис. 7.2.1). На чашку поме­щают не более 5 дисков. Посевы инкубируют 18-20 ч при 35 С. При корректном выполнении процедуры на фоне рав­номерного бактериального газона вокруг дисков образуются

Зоны подавления роста, имеющие круглую форму. Учет резуль­татов осуществляют путем измерения диаметра зоны подавле­ния роста. За зону, подлежащую измерению, принимают тот участок, на котором рост бактерий отсутствует полностью. Интерпретацию полученных результатов (вывод о чувствитель­ности) осуществляют на основании критериев, приведенных в табл. 7.2.2.

Таблица 7.2.2. Интерпретация результатов определения чувствитель­ности бактерий к антибиотикам методом дисков (на среде АГВ)

Пенициллины

Цефалоспорины

Продолжение

*Предварительные данные.

Применение метода дисков имеет ряд ограничений. Метод пригоден только для определения чувствительности быстрорас­тущих бактерий, образующих в течение 24 ч гомогенный газон на стандартной плотной питательной среде достаточно просто­го состава (Мюллера-Хинтон или АГВ), не содержащей ве­ществ, способных снижать активность антибиотиков или пре­пятствовать их диффузии. В противном случае полученная информация будет недостоверной.

Таким образом, метод дисков не может быть использован для определения чувствительности к антибиотикам всех мед­ленно растущих и большинства прихотливых бактерий, к числу которых относятся многие возбудители болезней человека (My­cobacterium spp., Helicobacter spp., Bacteroides spp., Prevotella spp., Brucella spp., Mycoplasma spp. и многие другие). При определе­нии чувствительности некоторых прихотливых бактерий, для которых разработаны стандартные тесты {Haemophilus spp., Ne­isseria spp., определенные виды стрептококков), следует исполь­зовать специальные питательные среды и дополнительные кри­терии при интерпретации полученных результатов.

Метод дисков не дает надежных результатов также при определении чувствительности бактерий к препаратам, плохо диффундирующим в агар, например, полипептидным антибио­тикам (полимиксин, ристомицин).

Количественное определение чувствительности бактерий к ан­тимикробным препаратам с помощью Е-теста. Е-тест представ­ляет собой вариант диффузионного метода, позволяющий оп­ределять МПК антибиотика. Вместо дисков используют стан­дартные полимерные полоски, приготовленные по специаль­ной технологии (АВ BIODISK) и содержащие иммобилизован­ные антимикробные препараты, нанесенные в виде непрерыв­ного градиента концентрации. На другой стороне полоски

Таблица 7.2.3. Определение МПК антимикробных препаратов мето­дом серийных разведений

Е-теста нанесена шкала значений МПК. При помещении по­лоски на поверхность агара регулируемый процесс диффузии обеспечивает создание в питательной среде вокруг полоски стабильного градиента концентрации препарата, соответствую­щего шкале. Процедура определения чувствительности с помо­щью Е-теста осуществляется аналогично тестированию мето­дом дисков. После инкубации посева вокруг полоски образу­ется зона задержки роста, имеющая форму эллипса. Значение МПК соответствует месту пересечения эллипсовидной зоны с полоской Е-теста. Для интерпретации результатов (оценки клинической чувствительности) используют стандартные кри­терии (табл. 7.2.3).

ЭКОЛОГИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ

Введение. Экология микроорганизмов является разделом об­щей микробиологии и изучает взаимоотношения микро- и макроорганизмов, совместно обитающих в определенных био­топах. В естественных средах обитания (почве, воде, воздухе, живых организмах) микробы входят в состав различных био­ценозов. Экология микробов, вызывающих заболевания чело­века, определяется их способностью выживать во внешней среде, менять хозяев, сохраняться в организме хозяина на фоне действия иммунной системы, а также связана со способами их распространения, передачи и рядом других факторов. Оценка ряда экологических условий является одной из главных задач санитарной микробиологии.

Санитарно-бактериологические исследования лежат в осно­ве практической работы санитарных врачей и эпидемиологов при санитарно-гигиенической оценке объектов окружающей среды, пищевых продуктов, напитков и т.д. и играют ведущую роль в профилактике инфекционных болезней. Важным объ­ектом изучения медицинской микробиологии является нор­мальная микрофлора организма человека, которая включает микробы, обитающие на кожных покровах, слизистых оболоч­ках различных органов (полости рта, зева, носоглотки, верхних участков дыхательных путей, кишечника, особенно толстой кишки, и т.д.). Одни из них являются постоянными (облигат-ными) обитателями организма человека, другие - временными (факультативными или транзиторными). Нормальная микро­флора - это жизненно важная система организма, которая обеспечивает защиту от многих патогенных микробов, созре­вание и стимуляцию иммунной системы, продукцию ряда ви­таминов и ферментов, участвующих в пищеварении, и др.

Качественный и количественный состав микрофлоры человека меняется в течение жизни и зависит от пола, возраста, харак­тера питания и др. Кроме того, колебания в составе микро­флоры человека могут быть обусловлены возникновением заболеваний и применением лекарственных препаратов, преж­де всего антибиотиков и иммуномодуляторов. Оценка ка­чественного и количественного состава микрофлоры орга­низма человека по определенным показателям позволяет вы­явить его нарушение (дисбактериоз) и связанные с ним по­следствия.

Тема 8.1. МИКРОФЛОРА ВОДЫ, ВОЗДУХА И ПОЧВЫ. МЕТОДЫ САНИТАРНО-БАКТЕРИОЛОГИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЯ ВОДЫ, ВОЗДУХА И ПОЧВЫ

ж Программа

1. Микрофлора воды, воздуха и почвы.

2. Санитарно-показательные микроорганизмы и их зна­чение.

3. Методы определения коли-индекса, коли-титра и микробного числа воды.

4. Методы определения микробного числа воздуха.

5. Методы определения перфрингенс-титра, коли-титра и микробного числа почвы.

А Демонстрация

1. Санитарно-бактериологическое исследование воды методом мембранных фильтров.

2. Санитарно-бактериологическое исследование воздуха. Аппарат Кротова. Рост микроорганизмов на МПА в чашке Петри. Рост гемолитических стрептококков на кровяном агаре.

3. Санитарно-бактериологическое исследование почвы. Рост Proteus vulgaris (по Шукевичу).

а Задание студентам

1. Провести оценку санитарно-бактериологического со­стояния воды по результатам определения микробного числа, коли-индекса и коли-титра.

2. Провести оценку санитарно-бактериологического со­стояния воздуха по результатам определения микроб­ного числа.

3. Провести оценку санитарно-бактериологического со­стояния почвы по результатам определения микроб­ного числа, коли-титра, перфрингенс-титра и титра термофильных бактерий.

4. Сделать посев смыва с кожи рук на глюкозопептон-ную среду.

▲ Методические указания

Микробиологические методы исследования окружающей среды

Для оценки санитарно-гигиенического состояния различ­ных объектов окружающей среды, воды, пищевых продуктов и др. проводят санитарно-бактериологические исследования, це­левое назначение которых состоит в определении эпидемичес­кой опасности. Однако прямое обнаружение патогенных мик­робов связано с рядом трудностей, обусловленных прежде все­го низкой концентрацией данных микробов, которые, как пра­вило, не могут размножаться в воздухе, воде, почве. Поэтому в санитарно-микробиологической практике применяют косвен­ные методы, основанные на определении общей микробной обсемененности того или другого объекта и на обнаружении в нем так называемых санитарно-показателъных бактерий (табл. 8.1.1).

Таблица 8.1.1. Санитарно-показательные бактерии окружающей среды и пищевых продуктов

Санитарно-показательными микробами, свидетельствующи­ми о фекальном загрязнении окружающей среды, являются бак­терии группы кишечной палочки (БГКП). Они принадлежат к разным родам семейства Enterobacteriaceae. Дифференциально-диагностические признаки БГКП представлены в табл. 8.1.2. Обнаружение E.coli в каких-либо объектах окружающей среды или пищевых продуктах считается наиболее достоверным по­казателем свежего фекального загрязнения. Наличие бактерий родов Citrobacter и Enterobacter указывает на относительно дав­нее фекальное загрязнение. Присутствие Clostridium perfrin-gens, С. sporogens и других клостридий в почве свидетельствует о ее фекальном загрязнении, причем как свежем, так и давнем, поскольку эти бактерии образуют споры, что позволяет им длительно сохраняться в окружающей среде (в частности, в почве). Обнаружение в объектах окружающей среды Enterococ-cusfaecalis также свидетельствует об их фекальном загрязнении. К группе термофильных бактерий относятся неродственные бактерии, представители различных семейств, способных раз­множаться при температуре 60 °С и выше {Lactobacillus lactis, Streptococcus thermophilus и др.). Они не являются постоянными обитателями кишечника человека и не служат критериями фекального загрязнения окружающей среды. Резкое увеличе­ние количества этих бактерий может свидетельствовать о за­грязнении почвы разлагающимися отбросами, поскольку они размножаются в саморазогревающемся навозе и компостах.

Таблица 8.1.2. Дифференциально-диагностические признаки БГКП

Escherichia Смесь + - +

coli кислот

Citrobacter То же + - р + +

freundii

Enterobacter Бутан- - + - + +

aerogenes диол

Условные обозначения: (+) - положительная реакция, (-) - от­рицательная реакция, р - различные реакции.

Бактерии, принадлежащие к роду Proteus {P.vulgaris и др.) семейства Enterobacterceae, широко распространены в природе. Эти гнилостные бактерии в большом количестве встречаются на разлагающихся останках животных и растений. Обнаруже­ние этих бактерий в каких-либо пищевых продуктах свидетель­ствует о гнилостном распаде.

Гемолитические стрептококки (S.pyogenes), являясь транзит­ными обитателями носоглотки и зева, выделяются с капелька­ми слизи воздушно-капельным путем. Сроки выживания гемо­литических стрептококков в окружающей среде практически не отличаются от сроков, характерных для большинства других возбудителей воздушно-капельных инфекций. Обнаружение гемолитических стрептококков в воздухе помещений указывает на возможное его загрязнение микробами, содержащимися в зеве, носоглотке, верхних дыхательных путях человека и явля­ющимися возбудителями воздушно-капельных инфекций. Sta­phylococcus aureus является факультативным обитателем носо­глотки, зева, а также кожных покровов человека. Его присут­ствие в воздухе помещений или на находящихся там предметах является показателем воздушно-капельного загрязнения. Одно­временное обнаружение золотистого стафилококка и гемоли­тических стрептококков свидетельствует о высокой степени загрязнения воздуха.

Санитарно-бактериологическое исследование воды

Определение микробного числа воды. Водопроводную воду засевают в объеме 1 мл, воду открытых водоемов - в объемах 1,0; 0,1 и 0,01 мл. Все пробы вносят в стерильные чашки Петри, после чего их заливают 10-12 мл расплавленного и остуженного до 45-50 °С питательного агара, который тща-

Тельно перемешивают с водой. Посевы инкубируют при 37 °С в течение 1-2 сут. Воду из открытых водоемов засевают па­раллельно на две серии чашек, одну из которых инкубируют при 37 °С в течение 1 сут, а другую - 2 сут при 20 °С. Затем подсчитывают количество выросших на поверхности и в глу­бине среды колоний и вычисляют микробное число воды - количество микроорганизмов в 1 мл.

Определение коли-титра и коли-индекса воды. Коли-титр воды - минимальное количество воды (мл), в котором обна­руживаются БГКП. Коли-индекс - количество БГКП в 1 л во­ды. Эти показатели определяют титрационным (бродильным) методом или методом мембранных фильтров.

Метод титрования. Производят посев различных объ­емов воды в глюкозопептонную среду (1 % пептонная вода, 0,5 % раствор глюкозы, 0,5 % раствор хлорида натрия, инди­катор Андреде и поплавок), причем для посевов больших ко­личеств (100 и 10 мл) используют концентрированную среду, содержащую 10-кратные количества указанных веществ.

Воду открытых поверхностных водоемов исследуют в объ­емах 100; 10; 1,0 и 0,1 мл. Для исследования водопроводной воды делают посевы трех объемов по 100 мл, трех объемов по 10 мл и трех объемов по 1 мл. Посевы инкубируют в течение 1 сут при 37 °С. О брожении судят по наличию пузырьков газа в поплавке. Из забродивших или помутневших проб произво­дят посевы на среду Эндо. Из выросших колоний делают мазки, окрашивают по методу Грама и ставят оксидазный тест, позволяющий дифференцировать бактерии родов Escherichia, Citrobacter и Enterobacter от грамотрицательных бактерий семей­ства Pseudomonadaceae и других оксидазоположительных бак­терий, обитающих в воде. С этой целью стеклянной палочкой снимают 2-3 изолированные колонии с поверхности среды, наносят штрихом на фильтровальную бумагу, смоченную ди-метил-п-фенилендиамином. При отрицательном оксидазном тесте цвет бумаги не изменяется, при положительном она окрашивается в синий цвет в течение 1 мин. Грамотрицатель-ные палочки, не образующие оксидазу, вновь исследуют в бродильном тесте - вносят в полужидкий питательный агар с 0,5 % раствором глюкозы и инкубируют при 37 °С в течение 1 сут. При положительном результате определяют коли-титр и коли-индекс по статистической табл. 8.1.3.

Метод мембранных фильтров. Мембранный фильтр № 3 помещают в воронку Зейтца, вмонтированную в колбу Бунзена, которая присоединяется к вакуумному насосу. Мем­бранные фильтры предварительно стерилизуют кипячением в дистиллированной воде. Воду из водопроводной сети и воду артезианских скважин фильтруют в объеме 333 мл. Чистую воду открытого водоема фильтруют в объеме 100, 10, 1,0 и 0,1 мл, более загрязненную перед фильтрованием разводят стерильной

Таблица 8.1.3. Определение индекса бактерий группы кишечных палочек при исследовании воды

Коли-титр

из 3 объ­емов по 100 мл

водой. Затем фильтры помещают на поверхность среды Эндо в чашки Петри и после инкубации при 37 °С в течение 1 сут подсчитывают количество выросших колоний, типичных для БГКП. Из 2-3 колоний красного цвета готовят мазки, окра­шивают по методу Грама и определяют оксидазную активность. Для этого фильтр с выросшими на нем колониями бактерий переносят пинцетом, не переворачивая, на кружок фильтро­вальной бумаги, смоченной диметил-п-фенилендиамином. При наличии оксидазы индикатор окрашивает колонию в синий цвет. 2-3 колонии, не изменившие первоначальную окраску, засевают в полужидкую среду с 0,5 % раствором глюкозы. Посевы инкубируют в течение суток при 37 °С. При наличии газообразования подсчитывают число красных колоний на фильтре и определяют коли-индекс. Нормативные показатели для питьевой воды приведены в табл. 8.1.4.

Таблица 8.1.4. Нормативы для питьевой воды (ГОСТ 2874-82)

Показатель

Число микробов в 1 мл воды, не более 100

Число бактерий группы кишечных палочек в 1 л воды 3

(коли-индекс), не более

Для определения титра Enterococcus faecalis готовят 10-крат­ные разведения воды. Цельную воду и ее разведения в объеме 1 мл засевают в одну из жидких элективных сред (КФ, поли-

Миксиновая и др.), инкубируют при 37 "С в течение 2 сут, через 24 и 48 ч производят высевы на плотные элективно-дифферен­циальные среды: агар КФ, агар ТТХ (среда с трифенилтетра-золий-хлоридом), полимиксинтеллуритный агар. Идентифици­руют стрептококки по виду колоний, морфологии клеток и окраске по методу Грама. На среде с ТТХ стрептококки обра­зуют колонии темно-красного цвета, на агаре с теллуритом - черного цвета.

Состав сред. Среда КФ:2% питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 2 % лактозы, 0,4 % азида натрия, 0,06 % карбоната натрия, индикатор бромкрезоловый красный.

Полимиксиновая среда: 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, полимиксин М 200 ЕД/мл, индикатор бромтимоловый синий.

Полимиксинтеллуритный агар: 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, кристалличес­кий фиолетовый 1:800 000, полимиксин М 200 ЕД/мл, 0,01 % теллурита калия.

Агар трифенилтетразолий-хлорид (ТТХ): 2 % пита­тельного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, кристаллический фиолетовый 1:800 000, 0,01 % ТТХ.

При определении индекса E.faecalis пользуются статистичес­кими таблицами, применяемыми при установлении коли-ин-декса. Кроме того, с этой целью используют метод мембранных фильтров. Для обнаружения патогенных бактерий воду пропус­кают через мембранные фильтры, которые затем помещают в жидкие элективные среды или на поверхность плотных диф­ференциально-диагностических сред.

Санитарно-бактериологическое исследование воздуха

Определение микробного числа воздуха. Количественные ми­кробиологические методы исследования воздуха основаны на принципах осаждения (седиментации), аспирации или фильт­рации.

Седиментационный метод. Две чашки Петри с пита­тельным агаром оставляют открытыми в течение 60 мин, после чего посевы инкубируют в термостате при 37 "С. Результаты оценивают по суммарному числу колоний, выросших на обеих чашках: при наличии менее 250 колоний воздух считается чис­тым; 250-500 колоний свидетельствует о загрязнении средней степени, при количестве колоний более 500 - загрязненным.

Аспирационный метод. Это более точный количест­венный метод определения микробного числа воздуха. Посев воздуха осуществляют с помощью приборов. Аппарат Кротова (рис. 8.1.1) устроен таким образом, что воздух с заданной скоростью засасывается через узкую щель плексигласовой пластины, закрывающей чашку Петри с питательным агаром.

Рис.8.1.1. Аппарат Кротова для бактериологического исследования

При этом частицы аэрозоля с содержащимися на них микро­организмами равномерно фиксируются на всей поверхности среды благодаря постоянному вращению чашки под входной щелью. После инкубации посева в термостате проводят расчет микробного числа по формуле:

а х 1000 х ~ у

где а - количество выросших на чашке колоний; V - объем пропущенного через прибор воздуха, дм 3 ; 1000 - стандартный объем воздуха, дм 3 .

При определении микробного числа воздуха используют питательный агар для выделения гемолитических стрептокок­ков - кровяной агар с добавлением генцианового фиолетового с последующим контрольным микроскопированием и выбо­рочным пересевом подозрительных колоний на кровяной агар.

Состав сред. Кровяной агар с генциановым фиолето­вым: 2 % питательного агара, 5-10 % дефибринированной крови лошади, кролика или барана, генциановый фиолето­вый (1:50 000).

Желточно-солевой агар (ЖСА): 2 % питательного ага-ра, 10 % хлорида натрия, 20 % (по объему) желточной взвеси (1 желток куриного яйца на 200 мл изотонического раствора хлорида натрия).

Для исследования воздуха могут применяться и другие при­боры (Дьякова, Речменского, Киктенко, ПАБ-1 - пробоотбор-

Ник аэрозольный бактериологический, ПОВ-1 - прибор для отбора воздуха), с помощью которых определенный объем воз­духа пропускают через жидкости или фильтры, а затем делают мерные посевы на питательные среды. Использование ПАБ-1 и ПОВ-1 позволяет исследовать большие объемы воздуха и обнаруживать патогенные бактерии и вирусы.

При исследовании воздуха стационаров (хирургических, аку-шерско-гинекологических и др.) осуществляют непосредствен­ное выделение патогенных и условно-патогенных бактерий - возбудителей внутрибольничных инфекций (стафилококков, синегнойной палочки и др.). При возникновении внутриболь­ничных инфекций стафилококковой этиологии проводят ис­следования, направленные на выявление источников и путей распространения инфекций: путем фаготипирования определя­ют идентичность стафилококков, выделенных из объектов ок­ружающей среды, а также от больных и обслуживающего пер­сонала. Нормативные показатели микробного числа и содер­жания Staphylococcus aureus, Глава 2. Государственная социальная помощь, оказываемая в виде предоставления гражданам набора социальных услуг 10 страница

Стерилизация.

Стерилизация - нагревание продукта до температуры выше 100°С, для подавления жизнедеятельности микроорганизмов либо для их полного уничтожения.

Основными источниками загрязнения консервов до стерилизации являются мясное сырье, вспомогательные материалы и специи. Обсеменение происходит при обвалке, жиловке, от инструментов, от рук рабочих, воздуха, тары и т. д.

Перед стерилизацией проводится проверка бактериальной обсемененности с целью уточнения режимов стерилизации и условий хранения продукта. Общее количество м/о в 1 г не должно превышать:

Мясо тушеное – 200 000 микробных клеток;

Паштет мясной – 10 000 микробных клеток.

В консервах до стерилизации могут находится токсигенные спорообразующие анаэробы Cl. botulinum и гнилостные анаэробы Cl. sporogenes, Cl. perfringens, Cl. Putrificum, термофильные микроорганизмы Bacillus coagulans и др.

Нагрев мяса при температуре 134?С в течение 5 мин уничтожает практически все виды спор. Однако воздействие повышенных температур приводит к необратимым глубоким химическим изменениям продукта. В связи с этим наиболее распространенная и предельно допустимая температура стерилизации мясопродуктов в пределах 120°С. При этом подбирают такую продолжительность нагрева, которая обеспечивает достаточно эффективное обезвреживание споровых форм микробов и резкое снижение их жизнедеятельности (? 40 мин).

Режим стерилизации определяется температурой и продолжительностью ее воздействия. Правильный режим стерилизации гарантирует высокое качество продукта, отвечающего требованиям промышленной стерильности (если в 1г продукта не более 11 клеток B. subtilis при отсутствии возбудителей ботулизма и других токсигенных форм).

Понятие о формуле стерилизации.

Банки загружают в аппараты периодического или непрерывного действия, прогревают установку и банки до температуры стерилизации, проводят стерилизацию в течение периода отмирания микроорганизмов, после снижения температуры аппарата банки выгружают, и цикл повторяется. Условную запись теплового режима аппарата, в котором стерилизуются консервы, называют формулой стерилизации. Для аппаратов периодического действия эта запись имеет вид
(А+В+С)/Т

где А - продолжительность прогрева автоклава от начальной температуры до температуры стерилизации, мин; В - продолжительность собственно стерилизации, мин; С - продолжительность снижения температуры до уровни, позволяющего производить разгрузку аппарата, мин; Т-заданная температура стерилизации, °С.

Температура в центральной зоне банки отстает от температуры в автоклаве, что объясняется низкой теплопроводностью продукта. Скорость прогрева содержимого банки, в свою очередь, зависит от вида теплопередачи: в жидкой составляющей консервов теплопередача происходит быстрее; в плотной части консервов теплопередача идет более медленно.

При определении режимов стерилизации необходимо знать:

1) температура содержимого консервов в процессе нагрева изменяется во времени, причем консервы по объему прогреваются неравномерно;

2) жидкая часть консервов прогревается быстрее плотной;

3)наиболее трудно прогревается точка, расположенная несколько выше геометрического центра банки, так как теплопередача со стороны крышки тормозится (в невакуумированных консервах) из-за наличия воздушного пузыря в незаполненном пространстве консерва;

4) температура по времени в центральной зоне консерв изменяется иначе, чем в самом аппарате (автоклаве).

Таким образом, значение величин А, В, С и Т в формуле стерилизации характеризует лишь режим работы аппарата и не отражает степени эффективности действия параметров термообработки на консервируемый продукт.

Рассматривая величины, входящие в формулу стерилизации, можно заметить, что величину Т выбирают как максимально допустимую температуру для данного вида консервов (т, е. вызывающая наименьшие изменения качественных показателей продукта), а значения А и С зависят в основном от конструктивных особенностей автоклава. Чем выше начальная температура содержимого банки, тем меньше времени А требуется для ее прогрева до необходимого уровня Температуры.

Значение величины А будет зависеть лишь от объема и вида тары. В связи с этим при работе на вертикальных автоклавах пользуются постоянными заданными значениями А: для жестяных банок вместимостью до 1 кг - 20 мин, для банок большей вместимости - 30 м.ин, для стеклянных банок вместимостью 0,5 кг - 25 мин, вместимостью 1 кг - 30 мин.

Значение величины С обусловлено необходимостью выравнивания давления в отстерилизованной банке с атмосферным перед разгрузкой автоклава. Пренебрежение этапом снижения давления приводит к необратимой деформации жестяных банок или к срыву крышек со стеклянной тары.

Нагрев продукта в процессе стерилизации (этапы А и В) сопровождается увеличением внутреннего давления внутри банки. Величина избыточного внутреннего давления в герметичном объеме банки зависит от содержания влаги, степени вакуумирования, степени расширения продукта в результате нагрева, а также от коэффициента заполнения банки и степени увеличения объема тары вследствие теплового расширения материала и вспучивания концов банок.

Степень теплового расширения материала тары (особенно у стекла) всегда ниже степени теплового расширения мясопродуктов. Поэтому устанавливают регламентируемые значения коэффициентов заполнения банок: для жестяных банок - 0,85-0,95, для стеклянных - меньше.

Избыточное давление в банке по сравнению с давлением в автоклаве обусловлено в основном давлением присутствующего воздуха. Вакуумирование банок, а также прогрев содержимого консервов перед укупоркой позволяют снизить величину внутреннего давления. Уровень перепада давлений в банке и в стерилизующем аппарате не должен выходить за определенные пределы. При диаметре банки 72,8 мм значение Ркр составляет 138 кН/м2, диаметре 153,1 мм соответственно 39 кН/м2.

Для создания этих условий в автоклав при стерилизации подают сжатый воздух или воду. Противодавление лучше создавать водой, имеющей высокий коэффициент теплопроводности и одновременно служащей греющей средой.

Необходимое для разгрузки автоклава снижение давления в аппарате до атмосферного по окончании стерилизации приводит к увеличению перепада давлений в банке и автоклаве, так как консервы сохраняют высокую температуру. По этой причине давление выравнивают постепенно, подавая в автоклав холодную воду под давлением, равным установившемуся в нем к концу стерилизации. В результате быстрого охлаждения консервов внутреннее давление падает, что позволяет осторожно понижать давление в самом автоклаве. Конечная температура охлаждения для жестяных банок перед их выгрузкой из автоклава установлена в пределах 40-45°С.

Период времени, необходимый для снижения давления в аппарате (величина С), составляет в среднем 20-40 мин.

Стерилизацией не всегда достигается полное отмирание микроорганизмов. Это зависит от:

1.Чем больше термостойкий микроорганизм, тем сложнее справиться (споры сенной палочки выдерживают 130 ?С).

2.Общего количества микроорганизмов.

3.От консистенции и гомогенности продукта (в жидких консервах м/о погибают за 25 мин, а в плотных – за 50 мин.).

5.от наличия жира (кишечная палочка в бульоне при 100 ?С погибает за 1 сек, а в жире – за 30 сек.

6.от наличия соли и сахара.

Стерилизация в электромагнитном поле токами высокой частоты (ТВЧ) и сверхвысоких частот. Стерилизация достигается за счет образования тепла в клетках микроорганизмов под действием переменного электромагнитного поля. Стерильное мясо можно получить при нагревании до 145°С в течение 3 мин. Одновременно ТВЧ- и СВЧ-нагревы обеспечивают сохранность пищевой ценности продукта.

Стерилизация ионизирующими облучениями. К ионизирующим излучениям относят катодные лучи -поток быстрых электронов, рентгеновские лучи и гамма-лучи. Ионизирующие излучения обладают высоким бактерицидным действием и способны, не вызывая нагрева продукта, обеспечить полную стерилизацию.

Продолжительность стерилизации ионизирующими облучениями - несколько десятков секунд. Однако высокая интенсивность облучения приводит к изменению составных частей мяса. После ионизационной обработки продукт внутри банки остается сырым, поэтому его нужно довести до состояния кулинарной готовности одним из обычных способов нагрева.

Стерилизация горячим воздухом. Горячий воздух температурой 120°С циркулирует в стерилизаторе со скоростью 8 - 10 м/с. Данный способ дает возможность повысить теплопередачу от греющей среды консервам, снизить вероятность перегрева поверхностных слоев продукта.

Стерилизация в аппаратах периодического действия. Наиболее распространенным типом аппаратов периодического действия для стерилизации консервов являются автоклавы СР, АВ и Б6-ИСА. Автоклавы подразделяются на вертикальные (для стерилизации консервов, выпускаемых в жестяной и стеклянной таре, паром или в воде) и горизонтальные (для стерилизации консервов в жестяной таре паром). Температуру и давление в автоклавах регулируют ручным методом или с помощью пневматических и электрических программных устройств - терморегуляторов.

В автоклавные корзины банки укладывают вручную, посредством загрузки транспортером «навалом» (в водяной ванне или без нее), гидравлическими и гидромагнитными укладчиками. Разгрузку производят, опрокидывая автоклавные корзины.

Рис. 1. Гидростатический стерилизатор А9-ФСА:

1 - камера подогрева; 2 камера стерилизации; 3 - камера первичного охлаждении; 4 - камера дополнительного охлаждения; 5 - бассейн охлаждения; 6 - механизм загрузки и выгрузки; 7 - линия слива водв в канализацию; 8 - цепной конвейер

Стерилизация в аппаратах непрерывного действия. Стерилизаторы непрерывного действия подразделяют на роторные, горизонтальные конвейерные, гидростатические. Первые два типа редко используют.

В гидростатических стерилизаторах непрерывного действия применен принцип уравновешивания давления в камере стерилизации с помощью гидравлических шлюзов.

В гидростатических стерилизаторах длина участков конвейера в зонах подогрева и охлаждения одинакова, поэтому формула стерилизации имеет симметричный вид А-В-А. Температура стерилизации поддерживается в результате регулирования положения уровня воды в камере стерилизации.

Гидростатический стерилизатор работает следующим образом. Банки загружают в банконосители бесконечного цепного конвейера, который подает их в шахту гидростатического (водяного) затвора-шлюза. После прогрева банки поступают в камеру парового стерилизатора, нагреваются до 120 °С и попадают в зону водяного охлаждения, где температура консервов падает до 75-80°С. Выйдя из гидростатического затвора, банки поступают в камеру дополнительного водяного охлаждения (40-50°С), после чего консервы выгружают из стерилизатора.

При использовании стерилизаторов непрерывного действия отпадает необходимость предварительного прогрева аппарата, поэтому две величины формулы стерилизации А и В образуют одну B` и она приобретает вид (В" + С)/Т.
Пастеризация.

Пастеризация является одной из разновидностей термообработки, при которой уничтожаются преимущественно вегетативные формы микроорганизмов. В связи с этим при выработке качественных пастеризованных консервов к сырью предъявляют ряд дополнительных жестких санитарно-гигиенических и технологических требований. Для таких консервов обычно используют свинину в шкуре; контролируют величину рН сырья (для свинины рН должна быть 5,7-6,2, для говядины - 6,3-6,5). В процессе посола и созревания рекомендуется применение шприцевания рассолов, массирования и тумблирования. Сырье фасуют в эллиптические или прямоугольные металлические банки вместимостью 470, 500 и 700 г с одновременным закладыванием желатина (1%). После подпрессовки банки укупоривают на вакуум - закаточных машинах.

Пастеризацию производят в вертикальных либо ротационных автоклавах. Режим, пастеризации включает время прогрева банок при 100°С (15 мин), период снижения температуры в автоклаве до 80°С (15 мин), время собственно пастеризации при 80°С (80-110 мин) и охлаждения до 20°С (65-80 мин). В зависимости от вида и массы консерв общая продолжительность процесса пастеризации составляет 165-210 мин; период прогрева центральной части продукта при 80°С- 20-25 мин.

При пастеризации в продукте могут сохраняться термоустойчивые виды микроорганизмов, способные развиваться при температурах до 60°С, а также термофильные виды с оптимумом развития при 53-55°С. Для предотвращения повышения обсемененности микроорганизмами необходимо как можно быстрее прогревать и охлаждать банки с тем, чтобы «пройти» температурный оптимум развития микроорганизмов. Самой опасной считают температуру 50 - 68°С.

Количество желе в пастеризованных изделиях увеличивается (от 8,2 до 23,8%) с повышением температуры термообработки (от 66 до 94 °С). Однако длительный нагрев ухудшает качество не только самого продукта, но и свойства желе (крепость, способность к застудневанию). Использование температур свыше 100°С при термообработке пастеризованных консервов (в период прогрева) сопровождается ухудшением сочности продукта, рыхлостью, ухудшением консистенции.

Тиндализация представляет собой процесс многократной пастеризации. При этом консервы подвергают термообработке 2-3 раза с интервалами между нагревом в 20 - 28 ч. Отличие тиндализации от обычной стерилизации заключается в том, что каждого из этапов теплового воздействия недостаточно для достижения необходимой степени стерильности, однако суммарный эффект режима гарантирует определенную стабильность консервов при хранении.

При данном способе термообработки микробиологическая стабильность обеспечивается тем, что в процессе первого этапа нагрева, который недостаточен по уровню стерилизующего эффекта, погибает большинство вегетативных клеток бактерий. Часть из них вследствие изменившихся условий внешней среды успевает модифицироваться в споровую форму. В течение промежуточной выдержки споры прорастают, а последующий нагрев вызывает гибель образовавшихся вегетативных клеток.

Так как степень воздействия режимов пастеризации и тиндализации на составные части мясопродуктов менее выражена, чем при стерилизации, пастеризованные изделия имеют лучшие органолептические и физико-химические показатели.

Пастеризованные консервы относят к полуконсервам, срок их хранения при t = 0-5°С и? не выше 75% 6 мес. Тиндализованные консервы, срок хранения которых при t не выше 15°С 1 год, относят к «3/4 консервам». Условная запись режима пастеризации имеет вид, аналогичный с формулой стерилизации. В нее входит несколько формул тепловых режимов с указанием периодов выдержки консервов между нагревами. Пастеризованные консервы являются деликатесным видом изделий.

Стерилизация – полное освобождение какого-либо вещества или предмета от микроорганизмов путем воздействия на них физическими или химическими факторами.

Стерилизацию изделий медицинского назначения проводят с целью умерщвления на них всех патогенных и непатогенных микроорганизмов, в том числе их споровых форм.

Стерилизация изделий медицинского назначения должна обеспечить гибель микроорганизмов всех видов на всех стадиях развития. Стерилизующими являются методы, обладающие спороцидным действием.

Используются следующие методы стерилизации:

Термические: паровой, воздушный, гласперленовый;

Химические: газовый, химические препараты;

Радиационный (установки с радиоактивным источником излучения для промышленной стерилизации изделий однократного применения);

Плазменный и озоновый (группа химических средств).

Выбор того или иного метода стерилизации конкретных изделий зависит от свойств объекта и самого метода - его достоинств и недостатков.

Изделия в упаковке стерилизуют при децентрализованной или централизованной системах, а также на промышленных предприятиях, выпускающих изделия медицинского назначения однократного применения. Изделия без упаковки стерилизуют только при децентрализованной системе в ЛПУ.

Паровой и воздушный методы стерилизации - самые распространённые в ЛПУ.

Паровой метод - надёжный, нетоксичный, недорогой, обеспечивает стерильность не только поверхности, но и всего изделия. Его осуществляют при сравнительно невысокой температуре, он обладает щадящим действием на обрабатываемый материал, позволяя стерилизовать изделия в упаковке, благодаря чему предупреждается опасность повторного обсеменения микроорганизмами.

Стерилизующий агент при этом методе - водяной насыщенный пар под избыточным давлением.

Стерилизацию осуществляют в паровых стерилизаторах – автоклавах.

Стерилизацию проводят при следующих режимах:

При температуре 132 С давлении 2 АТМ экспозиция -20 минут;

При температуре 120 С давлении 1,1 АТМ экспозиция -45 минут;

в паровых стерилизаторах нового поколения:

141± 1°С под давлением 2,8 Бар - 3 мин;

134±1 °С под давлением 2,026 Бар - 5 мин;

126±1 °С под давлением 1,036 Бар - 10 мин.

Паровым методом стерилизуют изделия из коррозионно-стойких металлов, стекла, изделия из текстильных материалов, резин, при температуре 1200С изделия из резин, латекса, отдельных видов пластмасс.

В качестве упаковки используют стерилизационные коробки (биксы), пергамент, обёрточные бумаги (мешочную непропитанную, мешочную влагопрочную, упаковочную высокопрочную, двухслойную крепированную).

Срок хранения стерильного материала зависит от вида упаковки.

Срок сохранения стерильности изделий, простерилизованных

В стерилизационной коробке без фильтра, в двойной мягкой упаковке - 3 суток,

В пергаменте, бумаге мешочной непропитанной, бумаге мешочной влагопрочной, бумаге упаковочной высокопрочной, бумаге крепированной, стерилизационной коробке с фильтром - 20 суток.

Кратность использования пергамента, бумаги мешочной непропитанной, бумаги мешочной влагопрочной и бумаги крепированной - 2 раза, бумаги упаковочной высокопрочной - 3 раза.

Чтобы пар хорошо проникал в различные точки стерилизационной камеры, между изделиями и внутрь изделий из текстиля, очень важно соблюдать нормы загрузки как стерилизатора, так и бикса.

Паровой метод имеет и существенные недостатки, как-то: вызывает коррозию инструментов из нестойких металлов; превращаясь в конденсат, увлажняет стерилизуемые изделия, тем самым ухудшая условия их хранения и увеличивая опасность повторного обсеменения микроорганизмами.

Воздушный метод . Стерилизующий агент - сухой горячий воздух. Отличительная особенность метода - не происходит увлажнения упаковки и изделий, и связанного с этим уменьшения срока стерильности, а также коррозии металлов. Недостатки метода:

Медленное и неравномерное прогревание стерилизуемых изделий;

Необходимость использования более высоких температур;

Невозможно использовать для стерилизации изделий из резины, полимеров;

Неосуществимость использовать все имеющиеся упаковочные материалы.

Воздушным методом стерилизуют медицинские инструменты, шприцы с пометкой 2000С, изделия из силиконовой резины (изделия из металла, стекла и резины на основе силиконового каучука).

Режимы воздушной стерилизации на новых типах аппаратов:

1) температура 200±3°С, время 30 мин;

2) температура 180±30С, время 40 мин;

3) температура 160±30С, время 120 мин.

на старых типах аппаратов:

1) температура 180±20С, время 60 мин;

2) температура 160±20С, время 150 мин.

Изделия, подлежащие стерилизации, загружают в количестве, допускающем свободную подачу воздуха к стерилизуемому предмету. Изделия укладывают в один слой. Эффективность воздушной стерилизации во многом зависит от равномерного проникновения горячего воздуха к стерилизуемым изделиям.

Срок сохранения стерильности изделий, простерилизованных в бумаге мешочной влагопрочной, бумаге упаковочной высокопрочной, бумаге крепированной - 20 суток. Кратность использования бумаги мешочной влагопрочной, бумаги крепированной - 2 раза, бумаги упаковочной высокопрочной - 3 раза.

Изделия, простерилизованные без упаковки должны быть использованы непосредственно после стерилизации в течение одной рабочей смены (6 часов) в асептических условиях.

Паровой и воздушный методы стерилизации экологически чистые.

Газовый метод проводят при 18-80 °С. Изделия стерилизуют в упаковках.

При газовой стерилизации используют этилен-оксид и его смеси, формальдегид.

В газообразном состоянии этилен-оксид не вызывает коррозии металлов, не портит изделий из кожи, шерсти, бумаги, пластмасс. Он является сильным бактерицидным, спороцидным и вирулицидным средством. Газ хорошо приникает в обрабатываемый материал.

Недостаток этилен-оксида - его токсичность для персонала и взрывоопасность при нарушении техники безопасности. Процесс стерилизации имеет продолжительный цикл. Он редко используется в ЛПУ.

Формальдегид по своим качествам не уступает, а по некоторым показателям превосходит этилен-оксид. Для стерилизации, как правило, используют пары 40% спиртового раствора формалина. Стерилизующим агентом может быть формальдегид, испаряющийся из формалина.

Стерилизацию газовым методом осуществляют в стационарных газовых стерилизаторах, разрешенных к применению в установленном порядке в соответствии с метод. указаниями.

Гласперленовый метод. Стерилизация в среде нагретых стеклянных шариков.

В стерилизаторах, стерилизующим средством в которых является среда нагретых стеклянных шариков до 190-250 0С (гласперленовые шариковые стерилизаторы), стерилизуют изделия, применяемые в стоматологии (боры зубные, головки алмазные, дрильборы, а также рабочие части гладилок, экскаваторов, зондов и др.). Изделия стерилизуют в неупакованном виде по режимам, указанным в инструкции по эксплуатации конкретного стерилизатора, разрешенного для применения.

После стерилизации инструменты используют сразу по назначению.

Стерилизация растворами химических средств - вспомогательный метод, который применяют при невозможности использования других. Данный метод применяют для стерилизации изделий, в конструкцию которых входят термолабильные материалы. Она имеет следующие недостатки: изделия стерилизуются без упаковки; их необходимо промывать после стерилизации, что может привести к повторному обсеменению микроорганизмами. Преимущества - повсеместная доступность, лёгкость в исполнении и др. Каналы и полости заполняют раствором.

Для стерилизации используют:

6% р-р перекиси водорода при температуре 50 0С – экспозиция 180 минут;

6% р-р перекиси водорода при температуре 18-20 0С – экспозиция 360 минут;

1% р-р «Дезоксон-1» при температуре 18-20 0С - экспозиция 45 минут и др. разрешенные для применения средства.

Температура раствора в момент погружения в него изделий, в процессе стерилизации указанную температуру не поддерживают.

После окончания стерилизации предметы трижды (при стерилизации перекисью водорода дважды) погружают на 5 мин в стерильную воду, каждый раз меняя её, затем стерильным корнцангом их переносят в стерильную ёмкость, выложенную стерильной простынёй.

Поскольку изделия стерилизуют растворами без упаковки, этот метод может быть использован только при децентрализованной системе. По окончании стерилизации изделия используют сразу по назначению или помещают на хранение в стерильную стерилизационную коробку, выложенную стерильной простынёй, на срок не более 3 суток.

Радиационный метод необходим для стерилизации изделий из термолабильных материалов. Стерилизующим агентом являются ионизирующие гамма и бета-излучения. Для индивидуальной упаковки, помимо бумажных, используют пакеты из полиэтилена. В такой упаковке стерильность сохраняется годами, но и он ограничен. Срок годности указывают на упаковке.

Радиационный метод - основной метод промышленной стерилизации. Его применяют предприятия, выпускающие стерильные изделия однократного применения.